渗透汽化原位分离耦合拜氏梭菌丁醇发酵的研究

刘晓洁，沈兆兵，刘 莉*，史吉平3,*

（1.中国科学院上海高等研究院，上海201210；2.中国科学院大学，北京100049；3.上海科技大学生命科学与技术学院，上海201210）

渗透汽化原位分离耦合拜氏梭菌丁醇发酵的研究

刘晓洁1,2，沈兆兵1,2，刘 莉1,*，史吉平1,3,*

（1.中国科学院上海高等研究院，上海201210；2.中国科学院大学，北京100049；3.上海科技大学生命科学与技术学院，上海201210）

以筛选得到的聚二甲基硅氧烷（polydimethylsiloxane，PDMS）-聚偏氟乙烯（polyvinylidene fluoride，PVDF）复合膜为分离用膜，开展了拜氏梭菌（Clostridium beijerinckii）ZL01丁醇发酵与渗透汽化原位分离耦合的研究，结果表明：分批发酵-渗透汽化原位分离耦合与分批发酵相比，初始葡萄糖质量浓度从50 g/L提高至90 g/L；在90 g/L的初始葡萄糖质量浓度下，发酵结束时发酵液和渗透液中的丁醇总产量从13.2 g/L提高到16.9 g/L，总溶剂（丙酮（acetone）、丁醇（butanol）、乙醇（ethanol），简称ABE）产量从17.8 g/L提高到24.3 g/L，葡萄糖利用率从59.4%提高到95.7%。另外，分离过程中膜的总渗透通量平均为705 g/（m2·h），丁醇分离因子平均为19.0；经渗透汽化分离，渗透液可直接进入下一步蒸馏阶段，其中丁醇和总溶剂ABE质量浓度分别为178 g/L和292 g/L，与分批发酵工艺中发酵液直接进入蒸馏塔相比，丁醇和总溶剂ABE质量浓度分别提高了10.9倍和14.1倍，可大大降低蒸馏能耗。

丁醇；渗透汽化；原位分离；拜氏梭菌；发酵

丁醇作为一种优良的有机溶剂和重要的化工原料，广泛应用于化工、食品、塑料、有机合成、油漆等工业[1-2]，同时丁醇也是一种非常有潜力的车用液体燃料[1]。目前丁醇的生产方法主要有化学法和生物法，生物法生产丁醇早在一战期间是仅次于乙醇的第二大发酵工业[3]。后来因石化工业迅猛发展，化学法替代了丁醇的生物发酵法生产。20世纪末，随着石油资源的日趋减少和全球环境污染问题的日益严重，可持续发展受到越来越多的关注，由于生物法可以利用可再生的生物质资源，而且生物丁醇作为液体燃料不会产生NOX和硫化物等引发大气污染的物质，因此生物发酵法生产丁醇技术又重新受到重视[4]。

生物发酵法生产丁醇，产品除丁醇（butanol）外还含有丙酮（acetone）、乙醇（ethanol）等副产物，因此简称为ABE发酵。发酵所用菌种多为丙酮丁醇梭菌（Clostridium acetobutylicum）、拜氏梭菌（Clostridium beijerinckii）等，以玉米、木薯等淀粉质原料或者秸秆、玉米芯等木质纤维素原料，在厌氧条件下发酵得到丁醇等产物[5-7]。但是发酵过程中产物丁醇对微生物的生长代谢产生抑制，使得发酵液中总溶剂ABE质量浓度一般维持在23 g/L以下，其中丁醇一般不超过13 g/L[8]。发酵液中丁醇质量浓度低导致工业分离提取成本高。为了减弱产物抑制，提高产量，降低成本，解决方法主要有：1）采用基因工程等生物技术手段对菌种进行改造，获得耐丁醇的高产菌株；2）采用有效的分离技术与发酵工艺耦合，及时移除丁醇，减弱产物抑制。研究较多的分离提取方法有液-液萃取[9]、气提[10-11]、吸附[12]、精馏[13]和渗透汽化[14-17]等。渗透汽化是一种节能有效的新型膜分离技术，操作简单、选择性高、能耗较低[18]，与发酵耦合时对菌体没有危害[19]，因此得到广泛的关注[15-17]。目前渗透汽化分离丁醇的研究大多集中在新型渗透汽化膜材料的开发上，对发酵耦合工艺研究的关注较少。Qureshi等[20]将渗透汽化应用于C. acetobutylicumATCC 824发酵液中丁醇等溶剂的分离提取，研究渗透汽化与分批补料发酵相耦合，发酵液体积0.50 L，渗透汽化膜面积0.022 m2，发酵结束后，溶剂产率从0.30 g/（L·h）提高至0.37 g/（L·h）。Li Jing等[21]以木薯为底物，研究渗透汽化与C. acetobutylicumDP217间歇发酵耦合，发酵液体积1.0 L，渗透汽化膜面积0.007 2 m2，丁醇和总溶剂ABE产量分别达到13.0 g/L和21.3 g/L。当渗透汽化与连续发酵耦合时，发酵320 h，总溶剂ABE产量达到201.8 g/L。本研究利用实验室诱变得到的高产丁醇菌株Clostridium beijerinckiiZL01，将丁醇发酵工艺与渗透汽化原位分离耦合，考察丁醇分离及产量提高效果，以期为渗透汽化分离工艺在丁醇提取中的实际应用提供参考。

1 材料与方法

1.1菌种与培养基

菌种：拜氏梭菌（Clostridium beijerinckii）ZL01，是上海高等研究院生物炼制实验室由C. beijerinckiiNCIMB 8052（购于美国菌种保藏中心）诱变选育获得的丁醇高产菌株。

TYA种子培养基：葡萄糖40 g、酵母粉2.0 g、蛋白胨6.0 g、牛肉粉2.0 g、CH3COONH43.0 g、MgSO4·7H2O 0.2 g、K2HPO40.5 g、FeSO4·7H2O 0.01 g，蒸馏水定容至1 L，自然pH值，115℃灭菌15 min。

TYA发酵培养基：葡萄糖50 g、酵母粉2.0 g、蛋白胨6.0 g、牛肉粉2.0 g、CH3COONH43.0 g、MgSO4·7H2O 0.2 g、K2HPO40.5 g、FeSO4·7H2O 0.01 g，蒸馏水定容至1 L，自然pH值，115℃灭菌15 min。

1.2仪器与设备

LC-20A高效液相色谱仪、GC-2010 plus高效气相色谱仪 日本Shimadzu公司；MDF-U53V-80℃超低温冰箱 日本三洋公司；ZDP-A2160全自动新型电热培养箱上海智诚分析仪器制造有限公司；D8C-31046欧瑞康莱宝真空泵 欧瑞康莱宝真空设备（天津）有限公司；A23617分光光度计 德国Beckman公司。

1.3方法

1.3.1菌种活化与培养

从-80℃冰箱取出保藏菌种，以200μL转接到含10 mL种子培养基的试管中，在沸水中热激1.0 min，迅速放入室温水中冷却5 min，37℃恒温培养箱中静置培养24 h，然后按10%的接种量转入含有40 mL种子培养基的100 mL三角瓶，在37℃恒温培养箱中静置培养24 h后，按10%的接种量转入含有100 mL种子培养基的250 mL三角瓶，在37℃恒温培养箱中静置培养24 h后用于实验。

1.3.2渗透汽化原位分离耦合丁醇发酵装置的建立

渗透汽化原位分离耦合丁醇发酵装置为自制，如图1所示。渗透汽化原位分离耦合丁醇发酵装置包括发酵罐、蠕动泵、渗透汽化膜组件、冷肼、真空系统、管路等部件，发酵液从发酵罐经蠕动泵进入渗透汽化膜组件，在膜组件内经过渗透汽化分离，透过膜一侧的渗透液在真空系统中汽化后由液氮冷肼收集，未渗透的组分循环回到发酵罐。发酵罐体积为2 L，加入1 L发酵液，发酵温度由水浴加热控制，流量由转子流量计设定，结合蠕动泵调节流量为15 L/h。渗透汽化膜的有效膜面积为2.4×10-3m2，膜下游侧真空压强小于800 Pa，膜材料由清华大学化工系和同济大学提供。在发酵与渗透汽化分离耦合开始前，渗透汽化装置首先用75%酒精循环冲洗1 h，然后用1 L无菌水循环冲洗1 h。

图1 渗透汽化原位分离耦合丁醇发酵装置Fig.1 Schematic diagram showing the experimental setup for butanol fermentation integrated with in situ pervaporation

渗透汽化原位分离性能的评价指标主要有渗透通量（J）和分离因子（α）。

式中：m为渗透液质量/g；A为膜有效面积/m2；t为渗透汽化过程操作时间/h；J为渗透通量/（g/（m2·h））；y为组分在渗透液中的质量分数/%；x为组分在原料液中的质量分数/%。

1.3.3渗透汽化原位分离耦合丁醇发酵

将活化培养好的菌种按10%的接种量转入含有1 L发酵培养基的发酵罐中，37℃静置培养至发酵液中丁醇质量浓度为6.0 g/L左右时，开始耦合渗透汽化分离。

1.3.4发酵液和渗透液中溶剂的测定

采用气相色谱法（gas chromatography，GC）测定发酵液和渗透液中的各溶剂含量，渗透液中由于有机溶剂质量浓度高故分为两相，在测定前用去离子水稀释。气相色谱仪Shimadzu 2010 Plus，色谱条件：毛细管色谱柱Inert Cap Pure Wax（30 m×0.25 mm，0.25μm）；程序升温：50℃保持3.8 min，以20℃/min升至220℃，保持3 min；进样口温度200℃，FID检测器温度230℃；载气N2流量1.0 mL/min，H2流量40 mL/min；空气流量400 mL/min；进样量0.5μL；分流比50∶1。采用内标法定量，内标为异丁醇[22]。

1.3.5发酵液中残糖的测定

采用高效液相色谱法（high performance liquid chromatography，HPLC）测定发酵液中残留葡萄糖的含量，液相色谱仪Shimadzu LC-20A，色谱条件：液体色谱柱Bio-Rad Aminex HPX-87H（300 mm×7.8 mm），柱温65℃；流动相0.005 mol/L H2SO4，流速0.8 mL/min；检测器为RID；进样量20μL。采用外标法定量[22]。

1.3.6发酵液中菌体细胞浓度的测定

采用分光光度法[20]测定发酵液中的菌体细胞浓度，将发酵液摇匀后取样，样品稀释至适当浓度，在波长600 nm处测定光密度（OD）值。

2 结果与分析

2.1渗透汽化膜材料的筛选

用于丁醇渗透汽化分离的膜材料主要集中于聚合物膜及其改性膜，有代表性的是含硅聚合物膜和聚醚酰胺嵌段共聚物（poly（ether block amide），PEBA）聚合物膜材料[23]，含硅聚合物膜中聚二甲基硅氧烷（polydimethylsiloxane，PDMS）最受关注[24-25]。因此本研究主要选取了PEBA膜和PDMS膜，进行了质量分数1.5%丁醇-水溶液渗透汽化分离实验，以筛选最佳的丁醇分离用膜，结果见表1。

表1 不同渗透汽化膜材料分离丁醇-水溶液的结果比较Table1 Comparison of pervaporation performance by different membranes in butanol-water solution

渗透通量与分离因子之间一般是相互矛盾的，渗透通量较大的膜，分离因子较小。在考察的12种膜中，PDMS-18#的渗透通量最大，高达1 889.5 g/（m2·h），但其分离因子最低，只有3.2，不能满足丁醇的分离要求。PDMS-1#是一种PDMS-PVDF复合膜，分离1.5%丁醇-水溶液的渗透通量为1 054.6 g/（m2·h），分离因子为20.8，综合考虑分离效率，选择膜PDMS-1#做进一步的研究。

2.2初始葡萄糖质量浓度对丁醇分批发酵的影响

在初始葡萄糖质量浓度50.3 g/L时，经过44 h发酵结束，发酵液中丁醇、丙酮、乙醇以及总溶剂ABE产量分别为15.0、4.0、0.4 g/L以及19.4 g/L，此时总溶剂ABE产率为0.44 g/（L·h）。44 h发酵结束后，发酵液中残糖含量为0.3 g/L，葡萄糖利用率为99.4%，葡萄糖几乎全部耗尽。为提高溶剂产量，研究最佳初始糖质量浓度，降低成本，分别进行了初始葡萄糖质量浓度为70.3、90.0 g/L及111.0 g/L的分批发酵，结果见表2。随着葡萄糖质量浓度升高至70.3 g/L和90.0 g/L，丁醇产量下降至13.3 g/L和13.2 g/L，并且发酵时间延长。在高质量浓度葡萄糖条件下，底物对菌种发酵过程产生了负作用，降低了产量。当葡萄糖质量浓度为111.0 g/L时，丁醇产量仅仅为11.3 g/L，与50.3 g/L相比，总溶剂ABE产率降低了50%，说明此时高质量浓度的底物已严重抑制了菌体正常的生长代谢，原因可能为：1）葡萄糖质量浓度太高，培养基中渗透压较大对菌体细胞有一定的危害作用；2）葡萄糖作为碳源，过高质量浓度的葡萄糖与其他营养成分比例不平衡，存在制约，影响了发酵[26]。

表2 C. beijerincckkiiii ZL01在不同初始葡萄糖质量浓度下分批发酵的结果比较Table2 Comparison of batch fermentation from different concentrations of original glucose byC. beijerinckii ZL01

由表2可知，C. beijerinckiiZL01在4个葡萄糖质量浓度下的分批发酵过程中，被利用的葡萄糖大约都在50 g/L左右。这可能是随着发酵液中丁醇的累积，产物对菌体生长代谢的抑制作用逐渐增强，反过来影响了菌种对葡萄糖的利用，为了减弱产物抑制，提高产量，需要及时移除丁醇。

2.3丁醇分批发酵-渗透汽化分离耦合的研究

2.3.1初始葡萄糖质量浓度对分批发酵-渗透汽化分离耦合的影响

适当增加底物质量浓度发酵能够减小设备规模，降低工业成本，因此，考察了初始葡萄糖质量浓度为50、70、90、110 g/L时，分批发酵与渗透汽化分离耦合工艺下各项发酵指标，结果见表3。

表3 C. beijerinckii ckii ZL01在不同初始葡萄糖质量浓度下分批发酵-渗透-汽化原位分离耦合的结果比较Table3 Comparison of batch fermentation integrated with Table3 Comparison of batch fermentation integrated with in situ itu pervaporation from different concentrations of original glucose by pervaporation from different concentrations of original glucose by C. beijerinckiikii ZL01ZL01

当初始葡萄糖质量浓度为50 g/L时，总溶剂ABE产量为20.2 g/L，与分批发酵的19.4 g/L相差不大，但渗透汽化耦合发酵时间为37 h，比分批发酵的44 h缩短了7 h，因此总溶剂ABE产率从0.44 g/（L·h）提高到0.55 g/（L·h），渗透汽化原位分离耦合丁醇发酵在低质量浓度初始葡萄糖（50 g/L）条件下大大提高了发酵效率。当初始葡萄糖质量浓度为70 g/L，与分批发酵相比，总溶剂ABE产量由17.9 g/L提高到22.1 g/L，提高了23.5%，葡萄糖消耗速率从0.84 g/（L·h）增加到1.59 g/（L·h），增加了89.3%。当初始葡萄糖质量浓度增加至90 g/L，与分批发酵相比，总溶剂ABE产量由17.8 g/L提高到24.3 g/L，提高了36.5%，葡萄糖消耗速率从0.76 g/（L·h）增加到1.29 g/（L·h），增大了69.7%。由于渗透汽化移走丁醇等产物，减弱了产物抑制，与分批发酵相比，溶剂产量均提高，糖消耗速率加快，发酵时间缩短，溶剂产率提高。由表3可知，随着初始葡萄糖质量浓度的增加，溶剂产量先升高后降低。当葡萄糖质量浓度增加至110 g/L，发酵时间延长至74 h，总溶剂ABE产量下降为19.7 g/L，这可能是因为高质量浓度的葡萄糖对菌株有严重的底物抑制，使得发酵不能正常进行，导致丁醇产量降低。

从2.2节分析得出，分批发酵最适葡萄糖质量浓度为50 g/L时，多余的糖不能被利用。但是当分批发酵与渗透汽化原位分离耦合，丁醇被及时移除，菌体细胞浓度增加，促进发酵，多余的糖能够被利用。如表3所示，50、70 g/L及90 g/L葡萄糖利用率几乎约为100%，绝大部分葡萄糖被耗尽，渗透汽化原位分离丁醇对发酵过程的进行有明显的促进作用。分批发酵-渗透汽化原位分离耦合提高了葡萄糖的利用率，并及时移除丁醇，发酵液中丁醇质量浓度降低，减弱了丁醇对菌株的毒害，菌株能够正常生长代谢，所以糖利用率增加。但是，当初始葡萄糖质量浓度从50 g/L增加至90 g/L，底物抑制作用较弱，总溶剂ABE产率随糖质量浓度的升高反而降低，这可能是因为膜面积及料液循环等其他因素影响。

综上所述，本研究以总溶剂ABE质量浓度为指标，认为初始葡萄糖质量浓度为90 g/L，为分批发酵-渗透汽化原位分离耦合工艺的最佳初始糖质量浓度。

2.3.2分批发酵-渗透汽化原位分离耦合过程研究

为了更好地考察渗透汽化对发酵产物的分离效果，对C. beijerinckiiZL01在葡萄糖初始质量浓度50 g/L的TYA培养基中的分批发酵-渗透汽化分离耦合过程中各发酵指标的变化进行了监测，同时以分批发酵过程中各指标作为对照。分批发酵时，50 g/L葡萄糖能被菌种完全利用，经济性好，但是受到丁醇产物抑制，总溶剂ABE产量只有19.4 g/L。因此在发酵20 h，此时发酵液中丁醇累积至5.5 g/L，将发酵罐与渗透汽化装置连接，移除丁醇、丙酮等溶剂，直至发酵结束。发酵过程中发酵液中的各溶剂产生情况如图2所示。图2a是没有耦联渗透汽化分离的分批发酵过程，随着发酵的进行，发酵液中丁醇、丙酮和乙醇质量浓度持续增加，产物累积逐渐影响菌体正常新陈代谢，最终发酵44 h丁醇质量浓度只能达到15.0 g/L。而从图2b中明显可以看出，20 h开始发酵与渗透汽化分离耦联后，发酵液中尚存的丁醇、丙酮和乙醇质量浓度的增加变慢，28 h时丁醇质量浓度为8.6 g/L，随着发酵进行，丁醇质量浓度基本保持在该较低水平，直至发酵结束。结果表明渗透汽化有效地起到了分离丁醇等发酵产物的作用。

图2 C. beijerinckii ZL01分批发酵（a）和分批发酵-渗透汽化原位分离耦合（b）过程的发酵液中ABE产生情况Fig.2 ABE production in fermentation broth during batch fermentation by C. beijerinckii ZL01 alone and integrated with in situpervaporation (initial glucose concentration of 50 g/L)

图3 C. beijerinckii ZL01分批发酵（a）和分批发酵-渗透汽化原位分离耦合（b）过程中葡萄糖消耗和菌株OODD60000 nnmm值的变化Fig.3 Glucose consumption and cell concentration during batch fermentation by C. beijerinckii ZL01 alone and integrated with in situ pervaporation

由图3a与图3b对照分析可以得出，从发酵20 h渗透汽化分离耦合以后，由于丁醇、丙酮产物被及时移走，对菌株的产物抑制作用降低，因此发酵20～40 h期间，菌株OD600nm值均高于分批发酵，OD600nm值在28 h达到最高（12.7），与分批发酵的最高值9.6相比，提高32.3%。发酵结束时，丁醇和总溶剂ABE产量分别为14.9 g/L和20.2 g/L，与分批发酵的15.0 g/L和19.4 g/L相比，溶剂产量基本不变，这是由于不论是分批发酵还是渗透汽化耦合发酵，50 g/L葡萄糖都被完全利用，收率是不变的。从葡萄糖消耗情况来看，分批发酵在44 h残糖量为0.7 g/L，几乎全部消耗完。而耦合渗透汽化分离之后，32 h时残糖量就已降至0.5 g/L，到37 h发酵结束时残糖量仅为0.2 g/L，底物葡萄糖消耗速率提高了37.7%，发酵时间大大缩短。

2.3.3渗透汽化分离耦合丁醇发酵中渗透液各溶剂质量浓度及膜的分离性能

渗透汽化分离可以浓缩丁醇等溶剂，如图4所示，渗透液中丁醇和总溶剂ABE最高质量浓度分别能达到178 g/L和292 g/L，与分批发酵相比，总溶剂ABE质量浓度提高了14.1倍，可大大降低下一步蒸馏提取的能耗。同时，从图5中可以看出，分批发酵-渗透汽化原位分离耦合过程中，总渗透通量平均为705 g/（m2·h），丁醇、丙酮和乙醇分离因子分别为19.0、20.4和4.9。与渗透汽化分离1.5%丁醇-水溶液相比，渗透通量和分离因子均减小，这是由于发酵液中丁醇质量浓度为7～8 g/L，溶剂质量浓度低，通量降低，丙酮和乙醇与丁醇竞争性通过膜，使得丁醇分离因子减小。另外，菌体细胞、葡萄糖、蛋白胨和牛肉膏的存在，发酵液黏度大于水溶液，同时这些成分会黏附在渗透汽化膜表面，阻碍溶剂组分吸附渗透过程，导致渗透汽化分离性能下降。

图5 分批发酵-渗透汽化原位分离耦合过程中膜的分离性能Fig.5 Performance of the composite membrane in batch fermentation integrated with in situ pervaporation

3 结 论

本研究首先筛选出一种PDMS-PVDF复合膜，用于分离1.5%丁醇-水溶液的渗透通量 为1 054.6 g/（m2·h），丁醇分离因子为20.8。将该复合膜应用于渗透汽化原位分离耦合C. beijer inckiiZL01丁醇发酵，可及时移除丁醇等毒性产物，减弱其对菌株的毒害作用，明显提高总 溶剂ABE产量以及葡萄糖利用率。当葡萄糖初始质量浓度为90 g/L时，渗透汽化耦合分批发酵的 总溶剂ABE产量为24.3 g/L，与分批发酵的17.8 g/L相比，提高了36.5%，葡萄糖利用率 为95.7%，与分批发酵的59.4%相比，提高了61.1%。渗透汽化耦合分批发酵过程的渗透通量平均为705 g/（m2·h），丁醇、丙酮和乙醇分离因子分别平均为19.0、20.4和4.9。经渗透汽化分离，渗透液中总溶剂ABE可浓缩至292 g/L，与分批发酵结束时发酵液中的总溶剂ABE 19.4 g/L相比，是分批发酵的15.1倍，可大大提高进入蒸馏塔时的总溶剂浓度，降低蒸馏能耗。

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Butanol Fermentation by Clostridium beijerinckii Integrated with in situ Pervaporation

LIU Xiaojie1,2, SHEN Zhaobing1,2, LIU Li1,*, SHI Jiping1,3,*
(1. Shanghai Advanced Research Institute, Chinese Academy of Sciences, Shanghai 201210, China; 2. University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China; 3. School of Life Science and Technology, Shanghai Tech University, Shanghai 201210, China)

Butanol fermentation byClostridium beijerinckiiintegrated within situpervaporation using a polydimethylsiloxane-polyvinylidene fluoride (PDMS-PVDF) composite membrane was carried out. The results showed that the original glucose concentration was increased to 90 g/L for butanol fermentation integrated with pervaporation, as compared to that (50 g/L) for the batch fermentation, and the glucose utilization was increased to 95.7%as compared to that (59.4%) for batch fermentation. Meanwhile, butanol concentration was increased from 13.2 to 16.9 g/L, and the total amount of solvents (acetone-butanol-ethanol, ABE) was increased from 17.8 g/L to 24.3 g/L based on the original glucose of 90 g/L. In addition, the average total flux was 705 g/(m2·h) and separation factor of butanol was 19.0 during the butanol separation process. The concentrations of butanol and total solvents were 178 and 292 g/L in the permeates, which were increased by 11.9 and 15.1 folds, respectively, as compared to those for batch fermentation.

butanol; pervaporation;in situseparation;Clostridium beijerinckii; fermentation

Q815

1002-6630（2015）17-0118-06

10.7506/spkx1002-6630-201517023

2015-02-11

国家自然科学基金青年科学基金项目（21306219）；上海市科委院市合作项目（10dz1210400）；

中国科学院青年创新促进会专项经费项目（2015232）；中国科学院上海高等研究院交叉学科青年创新基金项目（141002）

刘晓洁（1991—），女，硕士研究生，研究方向为发酵工程。E-mail：liuxj@sari.ac.cn

*通信作者：刘莉（1982—），女，助理研究员，博士，研究方向为食品生物技术。E-mail：liul@sari.ac.cn

史吉平（1964—），男，研究员，博士，研究方向为生物工程。E-mail：shijp@sari.ac.cn