甜樱桃‘佐藤锦’果实生长发育过程AsA含量及其相关酶活性的变化

夏 惠，林 玲，高 帆，倪知游，高丽扬，吕秀兰，梁 东*

(1 四川农业大学 果蔬研究所，成都 611130；2 四川农业大学 园艺学院，成都 611130)



甜樱桃‘佐藤锦’果实生长发育过程AsA含量及其相关酶活性的变化

夏 惠1，林 玲2，高 帆2，倪知游2，高丽扬2，吕秀兰1，梁 东1*

(1 四川农业大学 果蔬研究所，成都 611130；2 四川农业大学 园艺学院，成都 611130)

以黄肉甜樱桃品种‘佐藤锦’为材料，测定了其果实生长发育过程中抗坏血酸(AsA)和谷胱甘肽(GSH)的含量变化，及其相关代谢酶L-半乳糖脱氢酶(GalDH)、L-半乳糖-1-4-内酯酶(GalLDH)、单脱氢抗坏血酸还原酶(MDHAR)、脱氢抗坏血酸还原酶(DHAR)、谷胱甘肽还原酶(GR)和过氧化物酶(APX)的活性变化，分析它们在果实生长发育过程中对AsA积累所起的作用。结果表明：(1)‘佐藤锦’果实生长发育过程中总抗坏血酸(T-AsA)、还原型抗坏血酸(AsA)、脱氢抗坏血酸(DHA)、氧化型谷胱甘肽(GSSG)含量均在花后0 d最高，随后持续下降，而总谷胱甘肽(T-GSH)和还原型谷胱甘肽(GSH)含量先升后降。(2)随着果实生长发育，AsA和DHA的单果积累量均持续增加，且在果实第二次快速生长期增幅最大；各相关代谢酶活性在甜樱桃果实生长发育过程中呈现出不同的变化趋势，其中GalLDH、MDHAR和DHAR的活性变化同AsA含量变化趋势基本一致。(3)相关性分析发现，GalLDH、MDHAR和DHAR的活性与AsA含量呈极显著正相关关系，说明它们是影响甜樱桃果实AsA含量的关键酶。

甜樱桃；果实；抗坏血酸；代谢酶活性

抗坏血酸(ascorbic acid，AsA)又名维生素C(Vc)，是植物代谢过程中合成的小分子物质，在植物体内起着重要作用，是重要的抗氧化剂、酶的辅因子、电子供体，影响植物种子发芽[1]、根系生长发育[2]、开花[3]、成熟和衰老[4]等，并在维持光合作用、保护光合器官中起重要作用[5]。在人体上，AsA能作为抗氧化剂消除活性氧对组织细胞的损伤[6]，参与神经递质、胶原质和脂类的代谢[7]，促进人体对锌和铁的吸收[8]。AsA是人类正常生长发育所必需的化合物，但人类不能直接合成，因而只能从其它物质中获取，蔬菜及水果则成为人类摄取AsA的主要来源，AsA含量的高低更成为衡量果蔬品质高低的重要指标之一。

植物AsA的积累是一个动态变化的结果，它在不断合成的同时又在不断地被氧化，氧化的产物可再生为AsA，也可进一步分解代谢。AsA的合成存在多种途径，其中L-半乳糖途径是高等植物中首先发现的合成途径，也是AsA合成的主要途径[9]。这一途径中D-葡萄糖经一系列反应生成L-半乳糖，通过L-半乳糖脱氢酶(L-galactose dehydrogenase, GalDH)和L-半乳糖-1-4-内酯酶(L-galactono-1-4-lactone dehydrogenase, GalLDH)完成两步脱氢反应，最终合成AsA。而AsA的再生途径主要依赖于AsA-GSH的循环，该途径中抗坏血酸过氧化物酶(ascorbic acid peroxidase, APX)以AsA为电子供体清除活性氧，同时AsA被氧化成单脱氢抗坏血酸(monodehydroascorbate, MDHA)，MDHA极不稳定，一部分可通过单脱氢抗坏血酸还原酶(monodehydroascorbate reductase, MDHAR)还原成AsA，另一部分则可通过非酶歧化反应生成等量的AsA和脱氢抗坏血酸(dehydroascorbate, DHA)，DHA可被脱氢抗坏血酸还原酶(dehydroascorbate reductase, DHAR)还原为AsA，也可被进一步分解，DHA还原为AsA的过程会将谷胱甘肽(glutathione, GSH)氧化为氧化型谷胱甘肽，又被谷胱甘肽还原酶(glutathione reductase, GR)还原成GSH，最终完成循环，提高AsA的积累量。

甜樱桃属蔷薇科(Rosaceae)李属(PrunusL.)樱亚属(Cerasus)植物，是人类重要的Vc来源。然而，目前对甜樱桃果实AsA的研究仅仅涉及到不同品种含量的测定和比较，对甜樱桃果实发育期AsA积累特性的研究鲜有报道。‘佐藤锦’果肉为黄色，果皮带红晕，是四川主要的黄肉甜樱桃品种。本试验以甜樱桃品种‘佐藤锦’为材料，研究其果实发育过程中AsA、GSH的含量及合成与再生途径相关酶的活性变化，分析它们在果实生长发育过程中对AsA积累所起的作用，为通过生物技术或相应栽培技术手段来提高甜樱桃果实AsA含量提供理论依据。

1 材料和方法

1.1 试材及取样

供试材料‘佐藤锦’果实采自四川雅安市汉源县九襄镇甜樱桃示范园，树龄5～8年，管理条件一致。采样时间为2015年3～6月，3月27日，全树70%以上的花瓣已脱落记为花后第0 天，每10 d采1次样，以单株为试验单元，重复3次，每次在同一时间(晴朗天气上午9：00开始)从固定单株的不同部位均匀采集样品，每次采样果实至少30个，总重量不得低于300 g，计数和称重后，样品切片混匀(从第30 天起在果实表面用刀片垂直切取去核)，立即用液氮速冻，分装保存于-80 ℃冰箱备用。

1.2 AsA、GSH含量测定

AsA含量测定参考Kampfenkel等的方法[10]，测525 nm处的吸光值，分别计算AsA含量和T-AsA含量，DHA含量为T-AsA与AsA的差值。AsA积累量为AsA含量与果实单果重之积。GSH含量测定参考Griffith的方法[11]，测定412 nm处二硫双对硝基苯甲酸的还原量，计算T-GSH和GSSG的含量。GSH含量为T-GSH含量与GSSG含量的差值。GSH积累量为GSH含量与果实单果重之积。

1.3 GalDH及GalLDH活性测定

GalDH活性参考Gatzek等的方法[12]，测定340 nm下NADH的生成量，定义1 min内还原1 μmol NAD+或生成1 μmol NADH为1个酶活力单位(U)。GalLDH活性测定参考Oba等的方法[13]，25 ℃下测定550 nm处还原态细胞色素C(Cyt C)的生成，并定义1 min内氧化1 μmol L-半乳糖或生成2 μmol还原态Cyt C为1个酶活力单位(U)。

1.4 MDHAR、DHAR、GR和APX活性测定

(1) APX、MDHAR、DHAR和GR 酶液的提取：称取3.0 g果实，在含0.1 mmol·L-1EDTA、0.3% Triton X-100和4%(W/V) PVP-40的磷酸缓冲液(50 mmol·L-1，pH7.5)中研磨成匀浆，定容至8 mL，于16 000 ×g、2 ℃离心15 min，上清液即为酶液。(2)各种酶活性测定：MDHAR和DHAR活性参考Ma和Cheng的方法[14]，测定265 nm处吸光值变化；GR活性参考Ma和Cheng的方法[14]，测定340 nm处吸光值的变化；APX 活性参考Nakano和Asada的方法[15]，测定290 nm处吸光值的变化。(3)酶活性单位定义：氧化1 μmol·min-1AsA为1单位(U) APX酶活性；氧化1 μmol·min-1NADH为1单位(U)MDHAR酶活性；还原1 μmol·min-1DHA为1单位(U)DHAR 酶活性；氧化1 μmol·min-1NADPH为1单位(U)GR酶活性。

1.5 数据处理

试验数据处理采用Sigma Plot10.0和SPSS17数据处理系统。

2 结果与分析

2.1 甜樱桃果实生长发育过程中AsA含量与积累量的变化

在‘佐藤锦’果实生长发育过程中，甜樱桃果实中抗坏血酸主要以还原态的AsA形式存在， 脱氢抗坏血酸(DHA)不足总抗环血酸含量(T-AsA)的1/4，且均随生育期表现出下降的趋势(图1,A)。其中，甜樱桃果实中T-AsA和AsA含量随生育期的变化趋势基本一致，均在盛花后0 d含量最高，在花后10 d时分别迅速大幅减少至0 d的59.0%和55.4%；之后处于缓慢下降期，果实转色后即花后40 d T-AsA和AsA含量又略有上升；到果实完全成熟时，果实内T-AsA、AsA和DHA含量分别为花后0 d的25.1%、28.8%和12.5%。

同时，甜樱桃果实中AsA的积累也发生在整个果实生长发育时期，且T-AsA和AsA积累量的变化趋势相同(图1，B)。其中，果实的快速生长发育期也是AsA积累的高峰期，花后30 d(第Ⅰ快速生长期)AsA积累量为花后10 d的3.00倍，花后50 d(第Ⅱ快速生长期)AsA积累量为花后40 d的2.00倍。‘佐藤锦’甜樱桃果实成熟时AsA的积累量达到了每个鲜果1.24 mg。以上结果说明甜樱桃果实中T-AsA和ASA含量在子房期最高，随着果实生长发育而下降；而单果抗坏血酸含量则随着果实的生长发育而持续积累。

2.2 甜樱桃果实生长发育过程中GSH含量与积累量的变化

‘佐藤锦’果实生长发育过程中，果实T-GSH含量从花后0～20 d缓慢上升，20～30 d快速降低，之后波动不大；GSH含量在花后0 d最低，到花后20 d时迅速上升到最高值，为花后0 d的3.31倍，之后GSH含量减小，在花后30 d后其含量无显著变化；而氧化型谷胱甘肽(GSSG)含量在花后0 d时最高，之后持续减小，直到果实成熟时GSSG含量略有升高(图2，A)。同时，‘佐藤锦’果实T-GSH和GSH的积累发生在整个生长发育时期(图2，B)，其中的T-GSH积累主要发生在花后0～20 d及40～50 d，到果实完全成熟时的积累量为子房时期的20倍；果实GSH的积累主要发生在花后0～20 d和30～50 d之间，果实完全成熟时最终GSH的积累量为花后0 d的64.25倍。可见，甜樱桃果实中T-GSH和GSH含量在果实生长发育期呈反‘S’变化，均在花后10～20 d达到最高值，在果实生长中后期含量明显下降；而T-GSH和GSH在单果中的积累量在整个果实生长过程持续积累。

同一指标内不同字母表示发育时期间在0.05水平存在显著性差异；下同图1 ‘佐藤锦’果实生长发育过程中AsA含量和积累水平变化The different normal letters within the same character indicate significant difference between growth stages at 0.05 level; The same as belowFig.1 Changes of AsA content and accumulation during fruit growth of ‘Satonishiki’

2.3 甜樱桃果实生长发育过程中AsA及GSH氧化还原能力变化

AsA/DHA、GSH/GSSG的大小代表了AsA和GSH氧化还原程度的高低。由图3可知，‘佐藤锦’甜樱桃果实AsA/DHA及GSH/GSSG比值在第Ⅰ迅速生长发育期(花后30 d)缓慢增高，而在花后30～40 d果实缓慢生长发育期迅速增高，但到果实第Ⅱ迅速生长发育期(花后50 d)时AsA/DHA迅速降低，而GSH/GSSG的仅稍有所降低。另外，在甜樱桃果实生长发育过程中AsA/DHA始终明显高于GSH/GSSG。可见，‘佐藤锦’甜樱桃果实生长发育过程中AsA、GSH氧化还原程度表现出升高的趋势，并在花后30～40 d升高最快，且AsA比GSH表现更明显。

2.4 甜樱桃果实生长发育过程中AsA关键合成酶活性的变化

GalDH和GalLDH是植物AsA合成L-半乳糖途径中最后两步反应的脱氢酶。如图4所示，‘佐藤锦’甜樱桃果实单位鲜重下GalDH活性变化幅度较大，其先在果实生长发育初期迅速增强，并于花后10 d时活性达到最高值，为0 d的1.6倍；之后，其活性迅速大幅度下降，花后30 d后变动不大。而同期GalLDH活性在花后0 d最高，并在0～10 d快速显著下降，但在花后10 d以后至果实完全成熟均无显著变化。因此，可以推测GalLDH是AsA合成途径中的限速酶，直接影响果实中AsA含量。

图2 ‘佐藤锦’果实生长发育过程中GSH含量和积累水平变化Fig.2 Changes of GSH content and accumulation during fruit growth of ‘Satonishiki’

图3 ‘佐藤锦’果实生长发育过程中AsA、GSH氧化还原状态比值的变化Fig.3 Changes of AsA/DHA ratio and GSH/GSSG ratio during fruit growth of ‘Satonishiki’

图4 ‘佐藤锦’果实生长发育过程中AsA关键合成酶活性的变化Fig.4 Enzyme activities involved in AsA biosynthesis during fruit growth of ‘Satonishiki’

2.5 甜樱桃果实生长发育过程中MDHAR、DHAR、GR和APX活性的变化

AsA在APX的作用下被氧化生成MDHA，最终生成DHA，而MDHA和DHA又可分别被MDHAR、DHAR催化使AsA得以再生。图5显示，APX活性在‘佐藤锦’甜樱桃果实生长发育过程中变化幅度较大并维持在很高水平，其先在果实第Ⅰ迅速生长发育期持续上升，于花后30 d活性达到最大值，此时为0 d的2.94倍，之后10 d内迅速下降至接近0 d水平，最终在花后50 d时活性显著低于子房时期(0 d)。同时，果实中MDHAR和DHAR的活性变化趋势基本一致，而且变化幅度较大，它们在花后0 d活性最高，随后10 d内急速显著下降，花后10 d时活性分别比花后0 d下降了72.04%和68%；之后，2种酶活性随生育期波动降低，但变化幅度较小，维持在较低水平；在果实发育过程中，MDHAR活性在花后前20 d稍高于DHAR活性，之后较明显低于DHAR活性。另外，果实中GR活性在甜樱桃果实迅速生长发育期无显著变化，而在果实第Ⅱ迅速生长发育期和生长发育停滞期活性迅速显著降低。以上结果说明在甜樱桃果实生长发育过程中AsA-GSH循环系统中MDHAR、DHAR和GR的活性呈现出高-低-高-低-高的复杂变化趋势，而APX活性比前三者高出2倍以上，且变化趋势也与前3个酶完全不同，呈单峰形变化。

2.6 甜樱桃果实生长发育过程中AsA积累相关指标的相关性分析

通过相关性分析(表1)，结果表明‘佐藤锦’果实生长发育过程中T-AsA、AsA和DHA含量与GalLDH、MDHAR和DHAR活性都呈极显著正相关，相关系数均达到0.92以上。与GSSG含量显著正相关。而T-GSH的含量则与GalDH活性呈极显著正相关，GSSG含量与MDHAR酶活性呈显著正相关，GSH/GSSG比值与MDHAR和GR活性呈显著负相关。结果表明，抗坏血酸合成途径中的GalLDH酶活性和AsA-GSH循环途径中的MDHAR和DHAR酶活性对甜樱桃果实ASA含量起了关键作用；而果实中T-GSH含量依赖于GalDH活性。

图5 ‘佐藤锦’果实生长发育过程中APX及AsA-GSH循环酶活性的变化Fig.5 Activities of APX and enzymes involved in AsA-GSH recycle during fruit growth of ‘Satonishiki’

指标IndicatorGalLDGalDHMDHARDHARGRAPXT-AsA0.958**0.30020.971**0.930**0.569-0.252AsA0.959**0.3220.970**0.925**0.570-0.259DHA0.953**0.2410.998**0.942**0.573-0.221T-GSH0.3410.975**0.4460.3260.6640.251GSH-0.7160.360-0.626-0.673-0.1600.419GSSG0.8060.7610.854*0.7630.778-0.013GSH/GSSG-0.866*-0.645-0.811*-0.795-0.842*-0.114

注：*表示显著水平0.05，而**表示显著水平0.01

Note,* denotes signification at 0.05, while ** denote signification at 0.01

3 讨 论

3.1 甜樱桃果实发育过程中AsA的积累特征

AsA是植物生长发育所必需的物质，其代谢分为合成和降解两个方向，当合成速率大于降解速率时AsA就积累。本研究表明，‘佐藤锦’甜樱桃果实单位鲜果重AsA含量在花后0 d的子房期最高，然后迅速下降。这可能是由于果实细胞处于快速生长发育期，AsA参与了细胞分裂引起的[16]；也可能是随着细胞的膨大，果实水分加重对AsA起到了稀释的作用，水分稀释被认为是导致植物果实发育期AsA浓度降低的直接原因[17]。另外，本研究从花后40 d起果实中AsA含量开始缓慢上升，推测可能与甜樱桃花色苷的合成有关[18]，AsA的抗氧化作用有利于花色苷保持稳定状态。

AsA的积累发生在‘佐藤锦’ 果实生长发育的整个时期，尤其是快速生长发育期。这与苹果[19]、桃[20]、西印度樱桃[21]果实AsA的积累趋势类似；但与此不同的是草莓[22]、番茄[23]等AsA的积累主要发生在果实生长发育后期，而猕猴桃[24]、黑加仑[25]果实在幼果时期大量积累AsA。

3.2 甜樱桃果实生长发育过程中AsA的合成特征

GalDH是以半乳糖为底物的脱氢酶，GalLDH是以半乳糖醛酸内酯为底物的脱氢酶，它们催化合成AsA的L-半乳糖途径中最后两步反应。本研究‘佐藤锦’甜樱桃果实生长发育过程中GalDH活性呈先升后降，最后稳定的变化趋势；而GalLDH活性在花后0 d最高，10 d以后保持不变。同时，进一步相关性分析表明GalLDH活性与AsA含量水平极显著正相关，而GalDH活性与AsA的含量相关性不显著。因此，推测GalLDH可能在甜樱桃果实AsA合成过程中起更关键的作用。

3.3 果实生长发育过程中AsA的再生

AsA-GSH循环影响着细胞内AsA的再生和积累水平。GSH含量越高，DHA还原为AsA的可能性越低，AsA的积累则越少；相反，GSSG含量越高，AsA越有可能被积累。本试验中GSH与AsA水平及DHAR活性的相关性不显著，GSH/GSSG比值低于AsA/DHA比值，催化GSSG还原为GSH的GR活性在甜樱桃果实生长发育发育后期降低，且与GSH/GSSG显著负相关，这说明GSH水平对AsA的代谢活动参与程度不高，对甜樱桃果实生长发育过程中AsA的积累不起关键作用。

另外，本研究中甜樱桃果实APX活性明显高于其它酶活性，可有效防止活性氧对细胞的毒害。MDHAR和DHAR的活性变化趋势一致，在花后0 d的子房时期最高，之后活性降低，与AsA的含量变化趋势基本一致。果实生长发育前20 d MDHAR活性高于DHAR活性，之后DHAR活性高于MDHAR活性，说明AsA含量的高低主要取决于MDHAR和DHAR的活性。物种不同，AsA的再生过程中起关键作用的酶则不同，草莓[22,26]、蓝莓[27]、番茄[28-29]、苹果[19]等果实中MDHAR在对AsA的循环上起更主要的作用，但对刺梨[17]果实的研究却发现DHAR的反应活性和表达水平均高于MDHAR，至于甜樱桃果实MDHAR和DHAR哪个对AsA的积累起更关键的作用，还需进一步的研究。

[1] YE N, ZHU G, LIU Y,etal. Ascorbic acid and reactive oxygen species are involved in the inhibition of seed germination by abscisic acid in rice seeds[J].JournalofExperimentalBotany, 2012,63(5): 1 809-1 822.

[2] BARTH C, GOUZD Z A, STEELE H P,etal. A mutation in GDP-mannose pyrophosphorylase causes conditional hypersensitivity to ammonium, resulting in Arabidopsis root growth inhibition, altered ammonium metabolism, and hormone homeostasis[J].JournalofExperimentalBotany, 2010,61(2): 379-394.

[3] KOTCHONI S O, LARRIMORE K E, MUKHERJEE M,etal. Alterations in the endogenous ascorbic acid content affect flowering time in Arabidopsis[J].PlantPhysiology, 2009,149(2): 803-815.

[4] WANG P, YIN L, LIANG D,etal. Delayed senescence of apple leaves by exogenous melatonin treatment: toward regulating the ascorbate-glutathione cycle[J].JournalofPinealResearch, 2012,53(1): 11-20.

[5] IVANOV B N. Role of ascorbic acid in photosynthesis[J].Biochemistry(Moscow), 2014,79: 282-289.

[6] MANDL J, SZARKA A, BANHEGYI G. Vitamin C：update on physiology and pharmacology[J].BritishJournalofPharmacology, 2009,157(7): 1 097-1 110.

[7] KOJO S.Vitamin C: basic metabolism and its function as an index of oxidative stress[J].CurrMedChem, 2004,11:1 041-1 064.

[8] FROSSARD E, BUCHER M, MACHLER F,etal. Potential for increasing the content and bioavailability of Fe, Zn and Ca in plants for human nutrition[J].JournaloftheScienceofFoodandAgriculture, 2000,80: 861-879.

[9] WHEELER G L, JONES M A, SMIRNOFF N. The biosynthetic pathway of vitamin C in higher plants[J].Nature, 1998,393(6 683): 365-369.

[10] KAMPFENKEL K, VAN MONTAGU M, INZE D. Extraction and determination of ascorbate and dehydroascorbate from plant tissue[J].AnalyticalBiochemistry, 1995,225: 165-167.

[11] GRIFFITH O W. Determination of glutathione and glutathione disulfide using glutathione reductase and 2-vinylpyridine[J].AnalyticalBiochemistry, 1980,106: 207-212.

[12] GATZEK S, WHEELER G L, SMIRNOFF N. Antisense suppression of L-galactose dehydrogenase inArabidopsisthalianaprovides evidence for its role in ascorbate synthesis and reveals light modulated L-galactose synthesis[J].ThePlantJournal, 2002,30: 541-553.

[13] OBA K, ISHIKAWA S, NISHIKAWA M,etal. Purification and properties of L-galactono-gama-lactone dehydrogenase，a key enzyme for ascorbic acid biosynthesis, from sweet potato roots[J].JournalofBiochemistry, 1995,117: 120-124.

[14] MA F, CHENG L. The sun-exposed peel of apple fruit has higher xanthophyll cycle-dependent thermal dissipation and antioxidants of the ascorbate-glutathione pathway than the shade peel[J].PlantScience, 2003,165: 819-827.

[15] NAKANO Y, ASADA K. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate-specific peroxidase in Spinach chloroplasts[J].PlantCellPhysiology, 1981,22: 867-880.

[16] VELJOVIC-JOVANOVIC S D, PIGNOCCHI C, NOCTOR G,etal. Low ascorbic acid in the vtc-1 mutant of Arabidopsis is associated with decreased growth and intracellular redistribution of the antioxidant system[J].PlantPhysiology, 2001,127(2): 426-435.

[17] HUANG M, XU Q, DENG X. L-Ascorbic acid metabolism during fruit development in an ascorbate-rich fruit crop chestnut rose (RosaroxburghiiTratt)[J].JournalofPlantPhysiology, 2014,171: 1 205-1 216.

[18] PAGE M, SULTANA N, PASZKIEWICZ K,etal. The influence of ascorbate on anthocyanin accumulation during high light acclimation inArabidopsisthaliana: further evidence for redox control of anthocyanin synthesis[J].PlantCellandEnvironment, 2012,35(2): 388-404.

[19] LI M, CHEN X, WANG P,etal. Ascorbic acid accumulation and expression of genes involved in its biosynthesis and recycling in developing apple fruit[J].JournaloftheAmericanSocietyforHorticulturalScience, 2011,136(4): 231-238.

[20] TSUYOSHI I, YUSUKE B, SHINGO T,etal. L-Ascorbate biosynthesis in peach：cloning of six L-galactose pathway-related genes and their expression during peach fruit development[J].PlantPhysiology, 2009,136: 139-149.

[21] BADEJO A A, JEONG S T, GOTO-YAMAMOTO N,etal. Cloning and expression of GDP-D-mannose pyrophosphorylase gene and ascorbic acid content of acerola (MalpighiaglabraL.) fruit at ripening stages[J].PlantPhysiologyandBiochemistry, 2007,45(9): 665-672.

[22] AGIUS F, ARNAYA I, BOTELLA M A,etal. Functional analysis of homologous and heterologous promoters in strawberry fruits using transient expression[J].JoumalofExperimentalBotany, 2005,56(409), 37-46.

[23] IOANNIDI E, KALAMAKI M S, ENGINEER C,etal. Expression profiling of ascorbic acid-related genes during tomato fruit development and ripening and in response to stress conditions[J].JournalofExperimentalBotany, 2009,60(2): 663-678.

[24] LI M, MA F, LIANG D,etal. Ascorbate biosynthesis during early fruit development is the main reason for its accumulation in kiwi[J].PLoSOne, 2010,5(12): e14281.

[25] HANCOCK R D, WALKER PG, PONT S D A,etal. L-Ascorbic acid accumulation in fruit of Ribes nigrum occurs by in situ biosynthesis via the L-galactose pathway[J].FunctionalPlantBiology, 2007,34(12): 1 080-1 091.

[26] CRUZ-RUS E, AMAYA I, SANCHEZ-SEVILLA J F,etal. Regulation of L-ascorbic acid content in strawberry fruits[J].JournalofExperimentalBotany, 2011,62(12): 4 191-4 201.

[27] LIU F, WANG L, GU L,etal. Higher transcription levels in ascorbic acid biosynthetic and recycling genes were associated with higher ascorbic acid accumulation in blueberry[J].FoodChemistry, 2015,188: 399-405.

[28] STEVENS R, PAGE D, GOUBLE B,etal. Tomato fruit ascorbic acid content is linked with monodehydroascorbate reductase activity and tolerance to chilling stress[J].PlantCellandEnvironment, 2008,31: 1 086-1 096.

[29] BERMUDEZ L, URIAS U, MILSTEIN D,etal. Candidate gene survey of quantitative trait loci affecting chemical composition in tomato fruit[J].JournalofExperimentalBotany, 2008,59: 2 875-2 890.

(编辑:裴阿卫)

Changes of AsA Content and Related Enzyme Activities in Sweet Cherry ‘Satonishiki’ Fruit during Development

XIA Hui1, LIN Ling2, GAO Fan2, NI Zhiyou2, GAO Liyang2, LÜ Xiulan1, LIANG Dong1*

(1 Institute of Pomology and Olericulture, Sichuan Agricultural University, Chengdu 611130, China; 2 College of Horticulture, Sichuan Agricultural University, Chengdu 611130, China)

In this paper, the contents of ascorbic acid (AsA), glutathione (GSH), and related enzyme activities of L-galactose dehydrogenase (GalDH), L-galactono-1-4-lactone dehydrogenase (GalLDH), monodehydroascorbate reductase (MDHAR), dehydroascorbate reductase (DHAR), glutathione reductase (GR) and ascorbic acid peroxidase (APX) were investigated during the fruit development in sweet cherry ‘Satonishiki’. The results showed that: (1) the contents of total AsA, AsA, DHA and GSSG was the highest at the 0 day after anthesis (DAA), and then decreased persistently. However, the contents of total GSH and GSH was first increased and then decreased. (2) The accumulation of AsA and GSH increased during the whole growth process of sweet cherry fruit, especially during the second rapid growth period of fruit development. Different enzymes involved in metabolism of AsA showed different patterns during the development of sweet cherry fruit, but the changes of GalLDH, MDHAR and DHAR activities were similar to that of AsA. (3) The correlation analysis showed that they had a significantly positive correlation with the content of AsA, which indicated that they may be the key enzymes of AsA accumulation in sweet cherry fruit.

sweet cherry; fruit; ascorbic acid; enzyme activity

1000-4025(2016)10-2008-07

10.7606/j.issn.1000-4025.2016.10.2008

2016-06-01;修改稿收到日期:2016-10-24

四川省教育厅重点项目(16ZA0024)；四川农业大学学科建设双支计划(2015年)

夏 惠(1978-)，女，博士，副研究员，主要从事果实品质调控研究。E-mail：susanxia_2001@163.com

*通信作者:梁 东，博士，副教授，硕士生导师，主要从事果实品质调控研究。 E-mail：liangeast@sina.com

Q945.6+4

A