玫瑰类黄酮素的提取方法和定量检测方法研究进展

邓煜 侯佳

摘要  玫瑰为蔷薇目蔷薇科植物，属于落叶灌木，历史悠久，是我国传统的名花之一，有着很高的观赏、药用和食用价值。玫瑰花含有丰富的类黄酮素，具有抗氧化、抗衰老、抗肿瘤等多种生物活性功能，因此玫瑰类黄酮素的研究受到了很多学者的关注。 从植物类黄酮的提取与检测2个方面进行探讨总结，分析比较不同方法的特点和原理，从而为玫瑰类黄酮素的研究利用提供丰富的技术方法和思考途径。

关键词  玫瑰；类黄酮素；提取；检测

中图分类号  R284   文献标识码  A   文章编号  0517-6611（2023）05-0008-04

doi： 10.3969/j.issn.0517-6611.2023.05.003

开放科学（资源服务）标识码（OSID）：

Research Progress on Extraction Method and Quantitative Detection Method of Flavonoids from Rose

DENG Yu1，HOU Jia2

（1.School of Horticulture and Plant Protection，Inner Mongolia Agricultural University，Hohhot，Inner Mongolia 010018；2.Vocational and Technical College，Inner Mongolia Agricultrual University，Baotou，Inner Mongolia 014109）

Abstract  Rose is a deciduous shrub of the Rosaceae family. It is a traditional famous flower in my country. It is rich in nutrients and has high ornamental， medicinal and edible value. Rose is rich in flavonoids， which have various biological activities such as antioxidant， anti-aging， and anti-tumor. Therefore， the research on rose flavonoids has attracted the attention of many scholars. This paper mainly discusses and summarizes the extraction and detection of plant flavonoids， analyzes and compares the characteristics and principles of different methods， so as to provide rich technical methods and thinking ways for the research and utilization of rose flavonoids.

Key words  Rose;Flavonoids;Extraction;Detection

玫瑰（Rosa rugosa Thunb.）属于蔷薇科蔷薇属植物，为多年生常绿或落叶的观花灌木，特性是抗逆性强、花色多样、花香扑鼻，有很好的表达意义，在我国乃至世界花卉发展上都有着很高的地位。玫瑰分布范围较广，世界多地均有大规模栽种，新疆、山东、甘肃、云南等地为我国主要的玫瑰生产基地。我国玫瑰野生资源破坏严重， 仅辽东半岛和吉林珲春尚有分布。因此，野生玫瑰已列为我国二级保护植物［1］。种植玫瑰在各方面有着很高的价值，其不但可以用于园林绿化，而且还是重要的工业和医药材料，有著十分突出的观赏、药用和食用价值［2］。

1 类黄酮素研究现状

类黄酮素化合物是玫瑰花中的一种天然化合物，近年来因其功能性突出而成为研究热点。黄酮类化合物有着很多对人体有益的生理活性作用，它有抗溃疡、抗菌、抗炎、降血脂和镇痛等作用，玫瑰花的各种附加利用价值和其体内所含的类黄酮素有着很大关联［3］。张莲莉等［4］对苦水、金枝、平阴3种主要的食用玫瑰的茶汤及甲醇提取物进行抗氧化活性测试，均具有较好的抗氧化效果，其中金边和平阴玫瑰茶花中黄酮类成分含量与抗氧化活性相关系数大于0.9。Lee等［5］利用甲醇溶液提取玫瑰花，并研究证实了玫瑰花的甲醇浸提物可以通过抑制乙酰转移酶的活性而抑制人前列腺细胞系的生长。何熹等［6］建立高血脂的大鼠模型，并用不同浓度玫瑰黄酮对其进行36 d灌胃，结果显示高、中、低浓度的玫瑰黄酮均能明显降低大鼠的血清甘油三酯（TG）水平，低浓度黄酮对提高高密度脂蛋白（HDL-C）效果不显著，中、高浓度黄酮提高血清高密度脂蛋白效果显著。郭玉婷等［7］对新疆小枝玫瑰的降血糖活性进行了研究，通过水提与醇提的玫瑰花提取液作用于α-葡萄糖苷酶， 均对α-葡萄糖苷酶活性具有较好的抑制作用，且醇提后的玫瑰花提取液效果要优于水提。丁婷婷等［8］提取山刺玫总黄酮作用于小鼠模型组中，结果显示衰老组模型比对照组小鼠的脑组织神经元细胞有所增加，变性及坏死的细胞数量减少，且与给药浓度呈剂量依赖性。王军喜等［9］采用滤纸片法测定了玫瑰露的抑菌效果，以不同种类的细菌、霉菌和酵母菌种为试验对象，分别加入玫瑰花露。测试结果显示，在3类试验对象中，玫瑰花露对细菌表现出最好的抑菌效果，其中抑制沙门氏菌的生长效果最为明显，其MIC为0.98 mL/L。

2 类黄酮素提取方法

根据相似相溶原理，提取物质类黄酮素化合物组分，将其转入提取溶液中，这就是类黄酮的提取原理。类黄酮素种类多，结构来源不同，其溶解能力也随之不同。针对不同类型植物、不同种类黄酮化合物，应当考虑其特性选择适当的溶剂。

类黄酮素提取的每个阶段都至关重要，可以把过程简单概括为选择原料、预先处理、浸提和分离纯化。其中对细胞进行干燥、粉碎等预处理可以使得溶剂更易进入细胞，从而提高提取类黄酮素的效率。而浸提过程的目的也是提高扩散速度和增加提取效率。分离纯化阶段就是将提取出来溶液中的其他无关杂质分离出去，但通过多年试验结果，任何分离纯化方法都只是相对性的去除杂质，同理，类黄酮获得率也只是相对性的提高［10］。

目前醇类提取、碱提以及其他溶剂提取等传统溶剂提取法运用较为广泛，但还包括超临界流体萃取、酶工程、物理场辅助等一些新兴提取技术。研究发现，传统提取法获得率低、耗能大，溶液含杂质多。因此，更多的新兴提取方法被研究运用于类黄酮素提取中。曾惠明等［11］采用单因素法对比乙醇加热回流浸提、微波提取、超声波提取以及组合工艺提取类黄酮素的效果，优化其工艺参数。经对比发现，乙醇加热回流浸提效果最佳，微波和超声辅助虽然浸提率较低，但作用时间短，能耗较低。三元组合工艺具有较大优势，提取率为3.17 mg/g，可将提取率提高15.7%。

2.1 溶剂提取法

溶剂提取法是一种较经典的提取方法，也是目前实验室常用方法之一。它是根据植物类黄酮的极性和溶解度不同，使用适当的溶剂将其从植物中提取出来［12］。根据提取介质的不同，可以分为醇提法、碱提法、有机溶剂提取法。

醇类提取法经常以甲醇和乙醇2种物质作为常用类黄酮素提取剂。在实际实验中，大多运用冷浸渍法或者回流热提取法。冷浸渍法不用加热，过程简单，可操作性强，能很好地保持提取物的稳定性，但整个提取过程需要重复多次，溶剂消耗大，耗时且效率、质量低；回流热提取法提取的类黄酮得率高、效率快，但需要重复提取，注重加热条件，因此成分不稳定的原料不宜采用该方法［13］。王琴飞等［14］发现，以40%和80%的乙醇水溶液，在料液比为1 ∶ 75 （g ∶mL）条件下，可快速有效提取木薯中4种黄酮醇物质。李焱［15］利用有机溶剂回流提取法提取出了紫果西番莲种籽中类黄酮的含量，约为151.34 mg/g，并对该方法进行了研究，发现以90  ℃的温度，用70%的乙醇处理料液比例为1 ∶ 60 （g ∶mL）的溶液2.5 h时，可以得到最佳的优化提取工艺。

酚羟基可以与碱类物质发生反应，而黄酮类化合物中具有该成分，因此，碱性提取法能够充分被利用于提取黄酮化合物中。首先使用碱性溶液［如NaOH、Ca（OH）2等］将类黄酮素浸取出来，之后再将浸出溶液与酸性试剂反应，最终提取出所需的黄酮化合物，也被称为碱提酸沉提取法。其中浸出过程不能使用高浓度碱溶液，防止破坏细胞结构［10］。因此，杨德全等［16］研究提出了碱提酸沉加醇法，其过滤工艺过程较为顺利，干燥、简单、快速，但由于在酸性稀醇中，类黄酮素会溶解一部分，所以最终得率較低。吴剑等［17］利用氢氧化钠溶液，以pH 10的碱性溶液运用热浸提方法提取柑橘皮渣中的类黄酮。试验后发现以64.6 ℃为基础温度，将料液比为1 ∶ 12 （g ∶mL）的溶液热浸提2.2 h时提取效果最佳，得率为0.115%。

有机溶剂萃取法用于辅助纯化其他方法。将原料用其他方法提取后，再用适当的有机溶剂（如乙酸乙酯、正丁醇、石油醚等）进行萃取、过滤，最后将滤液减压蒸馏回收后测定类黄酮素含量。该方法操作设备简易，产品获得率高，尤其使用丙酮可以得到较高的类黄酮素含量，因此应用十分广泛。

2.2 超临界流体萃取技术

超临界流体萃取技术是利用临界或超临界状态的流体及被萃取的物质在不同的蒸汽压力下所具有的不同化学亲和力和溶解能力进行分离纯化的操作。被用作超临界流体的溶剂有CO2、H2O、C2H4、C3H8、CH3OH、NO2等，其中CO2最易于达到临界条件，并且无污染、存在广泛易于制得。

CO2超临界萃取法在高低压状态下，利用液态CO2提取后汽化而使得类黄酮素化合物分离。该方法一步完成，提取时间短、条件适宜，并能很好地保持类黄酮化合物的活性，并且提取得率高，无污染［18］。潘利华等［19］利用超临界流体萃取法研究发现了大豆异黄酮的最佳提取条件：以55 ℃、30 MPa的环境萃取，液态CO2流量为8 L/h。

研究发现，在CO2超临界萃取类黄酮过程中，溶液中类黄酮浓度随着萃取进程的深入而升高，因此使用CO2超临界萃取技术不仅能萃取、分离产物，还可具有浓缩的功能。CO2超临界萃取是在密闭环境中进行，因此除了萃取玫瑰类黄酮外，还能提取挥发性强的玫瑰精油，而且作用条件温和，溶剂不残留，不影响产品的品质，为玫瑰后续更高价值提供了新思路［6］。

2.3 酶辅助工程提取法

酶辅助提取法的实质就是利用酶的专一性，使细胞壁溶解，释放内部的活性物质，并且分解杂质，从而提取出所需成分［20］。其中纤维素酶、果胶酶、复合酶等近些年被较多地应用于类黄酮素的提取［21］。

酶辅助提取法常与溶剂提取法联用，从而提高得率。选用合适的专用酶辅助，可以将油溶性的类黄酮素转化为水溶性，还可以分解植物组织达到利于提取的目的，更能去除杂质，简化工艺流程。该提取法不仅具有成本低、提取率高、目的性强、操作简便等优点，而且为绿色化学提供了可能，在类黄酮的提取中被广泛应用。朱华［22］利用酶辅助提取地钱中总黄酮化合物，并提出了最佳提取条件：使用0.2 mg/mL浓度的酶-1介质，料液比为1 ∶ 20 （g ∶ml），以50 ℃、pH 4.5的环境条件酶解120 min，得到1.96%的总黄酮。

2.4 物理场辅助提取技术

超声波辅助提取法是利用超声波效应，破坏植物细胞壁，使天然化合物成分能够快速地被提取到有机溶剂当中，起到了辅助类黄酮提取的效果［23］。应用超声波技术辅助提取植物类黄酮成分，操作简便，可以缩短提取时间，提高提取效率，但溶剂消耗量较大。戢得蓉等［24］以雪莲果叶为原料，设计单因素及响应面试验，优化超声波辅助酶法提取雪莲果叶中总黄酮的最佳工艺。结果表明：利用超声波辅助酶法提取雪莲果叶总黄酮的最佳工艺为乙醇体积分数30%、料液比1 ∶ 60 （g ∶mL）、超声温度50 ℃、超声处理12 min、酶解pH 4.8、纤维素酶质量浓度0.40 mg/mL、酶解时间66 min，该工艺下总黄酮提取率为6317%。利用超声波辅助酶法提取的雪莲果叶中总黄酮提取物具有较好的抗氧化能力。

微波场辅助提取技术可以利用微波场使细胞内部环境发生变化，出现温度升高、压力变大的现象，直至细胞破裂，内部物质被释放，黄酮化合物被周围的溶剂溶解，从而快速溶出。其原理就是利用微波场作用加速细胞内物质扩散溶解、释放、被提取，可以很明显地获得较高含量的黄酮化合物［25］。采用微波辅助提取植物类黄酮，可以大大缩短提取时间，节约能源，提高提取效率［26］。张玉等［27］用水提取类黄酮化合物，再利用微波法辅助，进而提出了以料水比为1 ∶ 4时，65 ℃处理4 min的微波法辅助提取柑橘皮渣中类黄酮的适宜条件，从而得到1.03%的类黄酮化合物。

2.5 其他新兴提取技术

超滤技术实质上就是以错流的形式过滤溶剂，从而达到分离纯化的效果［28］。该类技术无加热、高压等特殊操作、不用添加任何试剂、能重复利用、分离快效果好。

高速离心分离技术利用离心机运作，达到去除杂质分离所需组分的效果［29］。该方法保证了提取率和提取物的稳定性，并且耗时短、成本低，适用于工业化生产。

高速逆流色谱技术根据相对平衡的2种溶剂，将其中具有不同分配比的组分分离出来［30］。用于类黄酮的分离纯化时，该技术产出快，质量高、耗费溶剂少、不污染类黄酮提取物。

3 类黄酮素检测方法

针对类黄酮素化合物的检测，有很多不同方法。目前研究检测类黄酮素主要包括光谱分析、色谱分析和电化学分析3大类方法，每种检测技术各有特点［31］。

3.1 光谱分析——分光光度计法

研究发现酚羟基及其还原性羰基结构可以与金属盐离子试剂发生显色反应，形成有色配合物，而类黄酮素化合物有类似的独特结构。分光光度计法原理就是利用这种原理进行显色反应，等达到平衡后，再测定溶液吸光度，进而检测出溶液溶质中黄酮化合物的浓度。该类方法操作简单，使用简易，运用成本低，但在测定含量方面不太精准。

傅春燕等［32］利用紫外分光光度计法测定瓜馥木中黄酮的含量，选择9个不同产地的瓜馥木进行比较，波长定为516 nm，试验结果表明，瓜馥木中总黄酮的浓度与其吸光度呈现出较好的线性关系，其中有着0.025 6的相关度，平均9976%的回收率，RSD为2.85%。

3.2 色谱分析测定法

类黄酮素化合物不易挥发，但受热极易分解，具有紫外吸收和荧光、分子离子峰稳定的特点，因此高效液相色谱法［33］能够很好地利用上述类黄酮素特性对其进行含量测定。刘畅等［34］采用HPLC技术测定分析龙帅、龙红、龙秋等6个苹果果实类黄酮物质，结果表明，12种类黄酮组分因品种不同，所占比例表现出较大差异，通过对不同苹果品种间类黄酮组分含量进行相关性分析，发现类黄酮各组分之间存在显著相关性。该类技术试验操作精准，可重复测定且特性良好，十分适用于黄酮化合物测定，但成本要价较高。

液相色谱-质谱联用法（LC-MS）能够充分地定性定量分析各种已知或未知的组分。研究发现，运用LC-MS法的代谢组学研究已经被充分应用于果树类的黄酮化合物测定分析中［35］。该类方法利用已存的数据库，能够更加全面地检测出更多种类的类黄酮素化合物。在实际运用中，最好根据所需试验目的选择不同检测方法，甚至联合多种方法进行工作［36］。

薄层色谱扫描法（TLCS）实质上就是扫描光照射在薄层板上所出现的特殊斑点光谱，从而得到图像数据，进而对化合物进行定量检测分析。高淑云等［37］使用薄层扫描法测定麻叶千里光中黄酮化合物的含量，约为0.783%，回收率992%。之后又采用紫外分光光度法进行比较，结果表明，薄层色谱扫描法更为快速准确，检测率高。该方法利用样本数量少，检测分析灵敏、快速，并且结果比较精确，RSD达到1%～2%甚至更小的误差。针对样本中极其微量的黄酮化合物，TLCS法也可以扫描测定出所含含量［38］。

色谱分析中，超临界流体色谱法（SFC）也作为一种新兴技术来检测类黄酮素化合物。类黄酮素中羟基会因为化合物不同而出现分布位置和数量上的差异，因此，不同黄酮化合物在超临界CO2中的极性和溶解度也会有所不同，甚至差异极大。流动相构成、环境温度等因素均对超临界流体色谱法的效果产生影响。王学军等［39］利用SFC法分析测定了银杏叶类黄酮化合物中槲皮素和芦丁的含量，试验过程中以在超临界CO2下，具0.05％浓度三氟乙酸的乙醇溶液为溶剂，且比例为10 ∶ 1，结果测定出槲皮素

回收率99.2%、RSD 23％，而芦丁回收率101.3%、RSD 2.8％。

3.3 电化学分析——毛细管电泳法

针对植物中类黄酮素的定量检测，电化学分析法主要是毛細管区域电泳（CZE）［40］。毛细管电泳法是一种电泳分离分析方法。其本质就是根据所研究样品中各种物质间的流通性和分配差异，从而分离出所需组分进行检测。该类技术样本处理方便，耗量低、操作简易快速、能很好地适应外界环境，并且可以分离检测双操作，获得率高。白新伟等［41］运用柱前衍生-毛细管电泳法分离测定苦荞壳中的8种黄酮类化合物，结果显示，在最优条件下，8种黄酮类化合物衍生物可在9 min内实现快速高效的基线分离和测定；8种黄酮类化合物衍生物在一定的范围内和其对应的峰面积呈线性关系，并在苦荞壳样品中检出了5种黄酮类化合物。

4 小结

玫瑰具有重要的开发价值，而其含有的黄酮类化合物因具有对人体健康有利的生理活性而成为目前研究的热点［42］。随着科学技术的发展，类黄酮素的提取与检测方法也层出不穷， 该研究主要探讨了传统方法和部分新兴辅助技术。通过对近年的研究分析，类黄酮素的提取检测大多都采用了多重方法相结合的形式，这种方式即充分考虑了试验材料的适配度，也尽力保证了类黄酮素的提取得率和检测准确性。

参考文献

［1］  李玉舒.中国玫瑰种质资源调查及其品种分类研究［D］.北京：北京林业大学，2006.

［2］ ZENG Y W，ZHAO J L，PENG Y H.A comparative study on the free radical scavenging activities of some fresh flowers in southern China［J］.LWT-food science and technology，2008，41（9）：1586-1591.

［3］ 曾佑炜.玫瑰花抗氧化活性成分及其功效［D］.广州：华南师范大学，2008．

［4］ 张莲莉，戴伟锋，覃豪，等.三种玫瑰花茶中黄酮类成分的分析及其抗氧化活性研究［J］.昆明理工大学学报（自然科学版），2019，44（5）：84-90.

［5］ LEE Y H，JUNG M G，KANG H B，et al.Effect of anti-histone acetyltransferase activity from Rosa rugosa Thunb. （Rosaceae） extracts on androgen receptor-mediated transcriptional regulation［J］.Journal of ethnopharmacology，2008，118（3）：412-417.

［6］ 何熹，韓宁.CO2超临界萃取法提取玫瑰类黄酮及其保健功能研究［J］.安徽农业科学，2009，37（26）：12699-12700.

［7］ 郭玉婷，兰卫，田思敏，等.新疆小枝玫瑰降糖作用及机制研究［J］.新疆医科大学学报，2015，38（4）：452-454.

［8］ 丁婷婷，柳佳莹，沈明浩.山刺玫叶总黄酮的抗衰老作用研究［J］.西北农林科技大学学报（自然科学版），2019，47（12）：140-146.

［9］ 王军喜，赵文红，韩珍，等.玫瑰露抑菌效果研究［J］.广东农业科学，2012，39（3）：79-80，90.

［10］  欧阳平，张高勇，康保安.类黄酮提取的基本原理、影响因素和传统方法［J］.中国食品添加剂，2003（5）：54-57.

［11］ 曾惠明，徐天有，石玲丽，等.胡柚皮中类黄酮素提取及残渣综合利用工艺研究［J］.安徽农业科学，2019，47（14）：185-187，203.

［12］ 王玲玲，边祥雨，高蔚娜，等.植物类黄酮提取纯化技术研究进展［J］.营养学报，2019，41（6）：606-610.

［13］ 刘翀，杨洋.生物类黄酮提取研究进展［J］.中外食品，2004（10）：48-49.

［14］ 王琴飞，吴秋妃，徐缓，等.木薯叶片中黄酮醇类物质的提取与检测［J］.西南农业学报，2018，31（8）：1694-1699.

［15］ 李焱.西番莲种籽中类黄酮的提取、分离纯化、结构鉴定及抗氧化活性研究［D］.广州：华南农业大学，2019.

［16］ 杨德全，叶建阳，刘鸿云，等.从苦荞麦中提取芦丁的研究［J］.延安大学学报（自然科学版），1997，16（4）：69-71.

［17］ 吴剑，曾凡坤，张玉，等.响应面法优化碱性水提取柑桔皮渣类黄酮工艺研究［J］.食品科技，2011，36（4）：184-188.

［18］ 李斌，孟宪军，刘辉.超临界CO2萃取玫瑰精油的研究［J］.食品工业科技，2005，26（11）：105-107.

［19］ 潘利华，罗建平.大豆异黄酮超临界流体萃取工艺与动力学模型［J］.农业机械学报，2010，41（6）：137-141.

［20］ PURI M，SHARMA D，BARROW C J.Enzyme-assisted extraction of bioactives from plants［J］.Trends in biotechnology，2012，30（1）：37-44.

［21］ 陶文亮，李慧力.酶法在植物黄酮提取中的应用［J］.贵州化工，2010，35（5）：31-32，35.

［22］ 朱华.拳卷地钱中黄酮类化合物的分离纯化、结构表征及生物活性研究［D］.长沙：中南大学，2004.

［23］ DOKTYCZ S J，SUSLICK K S.Interparticle collisions driven by ultrasound［J］.Science，1990，247（4946）：1067-1069.

［24］ 戢得蓉，刘松奇，熊坤艳，等.雪莲果叶总黄酮超声波辅助酶法提取工艺优化及抗氧化活性研究［J］.食品与机械，2021，37（2）：179-185.

［25］ JOCELYN PARE J R，SIGOUIN M，LAPOINTE J.Microwave-assisted natural products extraction：US 51958890A［P］.1991-03-26.

［26］ JIANG Y H，JIANG X L，CAI C G，et al.Study on microwave-assisted extraction technology of total flavonoid from Castor leaves［J］.Advanced materials research，2014，1004/1005：868-872.

［27］ 张玉，曾凡坤，吴剑.微波辅助提取柑桔皮渣中类黄酮的研究［J］.食品工业科技，2010，31（7）：210-212.

［28］ 王贞贞，张维玉.现代过滤技术——超滤技术［J］.中国医院藥学杂志，1992，12（6）：284-286.

［29］ 袁明德.论离心沉降和沉降式离心机在中药提取中的应用［J］.中成药，1996，18（7）：44.

［30］ ITO Y.High-speed countercurrent chromatography［J］.Nature，1987，326（6111）：419-420.

［31］ 秦艳，冯卫华，白卫东，等.柑橘类黄酮化合物的提取及定量分析方法研究进展［J］.食品工业科技，2012，33（11）：403-406，413.

［32］ 傅春燕，刘永辉，陈代武，等.紫外分光光度计法测定不同产地瓜馥木中黄酮含量［J］.安徽农业科学，2010，38（33）：18744-18746.

［33］ 陈丛瑾，黄克瀛，韦龙宾.色谱方法在植物黄酮含量测定中的应用［J］.光谱实验室，2007，24（5）：820-824.

［34］ 刘畅，赵继荣，王昆，等.东北地区不同苹果果实的类黄酮组分及含量分析［J］.中国林副特产，2020（5）：25-28.

［35］ 陈为凯.一年两收栽培模式下葡萄果实靶向代谢组和转录组研究［D］.北京：中国农业大学，2018.

［36］ 薛晓芳，赵爱玲，任海燕，等.果树类黄酮的提取、分离纯化及检测方法［J］.果树资源学报，2020，1（5）：53-57.

［37］ 高淑云，程熙.麻叶千里光中总黄酮的测定分析［J］.食品科学，2009，30（24）：316-319.

［38］ 章育中，郭希圣.薄层层析法和薄层扫描法［M］.北京：中国医药科技出版社，1990：267.

［39］ 王学军，许振良，赵锁奇.银杏叶提取物中槲皮素和芦丁的超临界流体色谱法测定［J］.中国医药工业杂志，2005，36（7）：415-417.

［40］ 李凤林，李青旺，高大威，等.天然黄酮类化合物含量测定方法研究进展［J］.江苏调味副食品，2008，25（4）：8-13.

［41］ 白新伟，陈鹏.柱前衍生-毛细管电泳法分离测定苦荞壳中的8种黄酮类化合物［J］.理化检验（化学分册），2020，56（8）：897-901.

［42］ 金晶，阳鑫，周薇，等.玫瑰类黄酮研究进展［J］.安徽农业科学，2019，47（16）：14-17.