果蝇嗅觉学习记忆遗传与分子机制研究进展

吕卉卉 屠仁军

LV Hui－huiTU Ren－jun

（东南大学生命科学研究院，江苏 南京 210096）

（Institute of Life Sciences，Southeast University，Nanjing，Jiangsu 210096，China）

学习记忆是动物神经系统的高级功能，一直都是神经科学研究的焦点之一。对果蝇嗅觉联想式学习记忆的深入研究，为了解大脑是如何行使学习记忆功能做出了很大贡献。一种经典的嗅觉学习记忆方式是将一种气味和一种惩罚或者奖励措施偶联在一起，形成一种气味偶联式嗅觉学习记忆，其中气味分子作为一种条件刺激（conditioned stimulus，CS），惩罚性的（电击）或奖赏性的（蔗糖奖励）刺激做为一种非条件刺激（unconditioned stimulus，US）。这需要果蝇的大脑中特定的分子、神经元、神经环路，才能够将这两种信息整合在一起。

对果蝇学习记忆研究，一方面不断获取新的突变体种类，发现与果蝇学习记忆相关的新的基因及其产物；另一方面，对己经分离出来的突变体果蝇，进一步分析其分子生物学以及细胞生物学等方面的功能。学习记忆突变体果蝇可以分为脑结构突变体和生化突变体。对前者的研究［1］发现了果蝇的蘑菇体结构以及中央复合体结构在果蝇学习记忆中具有重要的中枢作用，对后者的研究［2，3］发现了众多与果蝇学习记忆相关的分子信号通路和神经元环路。

1 学习记忆模式划分

结合行为学分析手段、药物学方法和各种单基因突变体果蝇，人们提出了果蝇在嗅觉联想式学习记忆过程中的多时程模型：短暂记忆（short－lived memory），即麻醉敏感记忆（anesthesia－sensitive memory，ASM），包 括 短 时 程 记 忆（short－term memory，STM）和 中 时 程 记 忆 （medial－term memory，MTM）；长持续时间记忆（long－lasting memory），包括抗麻醉记忆（anesthesia－resistant memory，ARM）和长时程记忆（long－term memory，LTM）［4］。持续时间不同的学习记忆，它们各自所形成的机制也是不相同的。单次训练后产生的是不稳定的记忆ASM，这种记忆可以被冷麻醉处理所阻断，同时这些早期的记忆形式根据其分子机制的不同，又可以进一步区分成STM和 MTM。这些记忆将会在数小时内消退，而留下的ARM可以维持到1 d。假如多次间隔训练，则可以产生一种相对更稳定的晚期记忆——LTM，这种记忆依赖于蛋白质合成，能够维持超过1个星期。

在过去30年的研究中，有报道［5］揭示了果蝇中的一些介导短时记忆和长时记忆的遗传分子机制。在分子生物学水平上，通过单个基因突变引起单个记忆阶段的缺失，提示人们形成记忆的通路是按照一定的顺序产生的。到目前为止，对突变体果蝇的研究表明，当阻断短时程记忆，往往跟随着影响了后阶段记忆的形成。例如，果蝇rutabaga（adenylyl cyclase），dunce（c AMPphosphodiesterase），以及 NF1基因的突变产生短时程记忆的缺陷，从而随后造成长时程记忆的缺陷［6，7］。

在神经解剖学水平上，不同时程的记忆在大脑中的存储区域在空间上是相互独立的。蘑菇体是昆虫的高级活动中枢，被称为昆虫的智能中心，是记忆形成的中枢。蘑菇体神经元可以分成三类：α／β，α’／β’，γ，每一个蘑菇体神经元细胞，都把它们的轴突延伸至蘑菇体的神经纤维区域，称之为叶（lobes）。α／β，α’／β’神经元的轴突分成两个分支，α和α’分支构成蘑菇体的垂直叶（vertical lobes），同时β和β’分支形成蘑菇体的水平叶（horizontal lobes），γ神经元只形成一个水平叶。蘑菇体的γ神经元参与短时记忆，而α／β神经元则参与长时程记忆［6，8］。记忆的形成也会在其他神经解剖学组织中发生和形成，包括触角叶（antennal lobe，AL）、椭圆体（ellipsoid body，EB）、扇型体（fanshap body，FB）和 DAL神经元等［3，9］，这些证据表明不同时相记忆的神经通路是相互独立的。

Rugose（rg）基因在蘑菇体中调控奖罚性短时程嗅觉记忆的形成［10］。到目前为止，只有rg基因突变的果蝇，表现出短时程记忆的缺陷，而抗麻醉记忆和需要蛋白质合成参与的长时程记忆却都表现正常［11］。这提示，在分子和神经解剖学水平上，短时程记忆和长时程的记忆巩固也存在分离。

2 嗅觉学习记忆的形成需要多种分子参与

很多基因对嗅觉学习记忆的生理基础起着重要作用，这些基因突变后会影响到嗅觉记忆形成，文献［12］介绍了关于这些基因及其主要的生理学功能。很多参与学习记忆的基因在蘑菇体神经元中高表达，例如dunce（dnc），rutabaga（rut），DCo，PKA－RI，leonardo （leo），Volado （Vol），fasciclin II（fasII）和pumilio （pum）等，其它一些基因（cre，osk，eIF－5C）通过报告基因的表达而推测出在蘑菇体中高表达。

很多影响学习记忆的新基因及其表达产物也被逐渐鉴定出来，尽管更加精确的机制并不清楚。Zeng等［13］发现突触粘附分子Neurexin参与到了果蝇幼虫的嗅觉联想学习记忆，Neurexin突变体果蝇表现出嗅觉学习记忆的缺陷。Neurexin是一类神经粘附分子，它们在突触的发生、维持以及功能中都扮演重要的角色［14］，在果蝇的大脑中广泛表达，特别集中于蘑菇体。Knapek等［15］报道了一种广泛表达的突触前分子Bruchpilot（BRP），对抗麻醉记忆的形成是必须的。利用RNAi的方法降低BRP在蘑菇体中的表达，影响了果蝇的抗麻醉记忆的形成。BRP能够促进突触前活性区的组装，Ca2＋离子通道的募集以及突触囊泡的释放［16，17］。突触前的Neurexin，BRP，Syd－1之间能够形成一类复合体，起到募集组装突触的功能［18］，这些证据表明这些分子在同一条通路中参与学习记忆的形成。CHICO是脊椎动物胰岛素受体在果蝇中的同源蛋白，它在果蝇的大脑中广泛表达，包括蘑菇体，Naganos等［19］发现果蝇CHICO突变体也表现出嗅觉联想学习记忆的缺陷，但是其机制并不清楚。随着更多的学习记忆分子被鉴定出来，相信人们将能够更深入的了解学习记忆的遗传分子机制。

3 不同类型神经元在嗅觉学习记忆中的作用

上级神经元通过突触前释放的神经递质作用于突触后的递质受体，进而传递信号到下级神经元。果蝇大脑中神经递质有谷氨酸（glutamate）、多巴胺（dopamine，DA）、章胺（octopamin，OA）、γ－氨基丁酸（GABA）、5－羟色胺（5－hydroxy tryptamine，5－HT）等［20］，根据神经递质以及递质受体的不同，神经元可以分为不同类型。多巴胺能神经元（dopaminergic neurons）能够传递惩罚性刺激信号，而章胺能神经元（octopaminergic neurons）传递奖赏性刺激信号到蘑菇体。来自GABA能神经元的抑制性输入作为控制嗅觉信号到蘑菇体的出入口，以此来控制果蝇学习某种气味的能力。

3.1 多巴胺能神经元

多巴胺是一种儿茶酚胺类神经递质，涉及到大脑的众多功能，包括行为、认知、学习和记忆等。在果蝇中，一般认为多巴胺能神经元传递惩罚性无条件刺激到蘑菇体［21］。多巴胺神经元的轴突投射到蘑菇体的神经纤维区，和临近的蘑菇体神经元形成突触。根据在果蝇脑中的分布，多巴胺能神经元可以分成13类，其中有三类（PAM，PPL1，PPL2ab）投射到蘑菇体的神经纤维区［22］。电刺激果蝇的腹部，可以引起从多巴胺神经元投射到蘑菇体lobes明显的钙信号［23］。这些证据表明多巴胺能神经元能够响应电刺激，因此可以介导非条件刺激到蘑菇体中。15 min之前或者给出惩罚的条件刺激的同时阻断多巴胺能神经元的突触传递，能够阻断刺激1 h之后的果蝇学习表现［24］。这表明条件刺激的同时多巴胺能神经元突触释放对记忆的形成是必须的，这与这些神经元在非条件信号呈现中所扮演的角色是一致的。dDA1和DAMB基因编码蘑菇体神经元中的D1样DA受体，其中d DA1的突变体（dumb）表现出很少的或者几乎缺失的嗅觉学习记忆［25］。

但是多巴胺能神经元并不是仅仅或者专一的在惩罚性嗅觉刺激的非条件刺激通路中起到作用。这些神经元的激活对奖赏性记忆形成也是需要的［26］。同时与学习记忆相反，多巴胺能神经元还参与了遗忘的过程［27］。

3.2 章胺能神经元

章胺做为节肢动物中的神经激素、神经调质以及神经递质，是生命所必须的一种胺类物质。其中被鉴定出的一个章胺受体基因优先在蘑菇体中表达，同时和腺苷环化酶相偶联，这暗示章胺在调控行为可塑性中的重要作用。酪氨β羟化酶，一种合成章胺所必须的酶，其突变体果蝇奖赏性学习记忆受到损伤，但是惩罚性条件刺激学习记忆正常。训练前在果蝇的食物中添加章胺能够挽救这种突变体的奖赏学习的缺陷［24］。阻断章胺能神经元的突触传递，能够损伤幼虫的嗅觉奖赏学习［28］。这些结果暗示，章胺对奖赏的加固是充分且必须的，这可能是通过激活章胺受体在蘑菇体神经元中的表达起作用的。

3.3 GABA能神经元

γ－氨基丁酸是调节神经兴奋的主要的抑制性递质［29］。在果蝇和哺乳动物中，学习和记忆的神经环路都受GABA能神经元的抑制性输入高度调控。昆虫的蘑菇体受到GABA能中间神经元的支配，利用Gad－Gal4（限制在GABA神经元中表达）驱动UAS－GFP的表达，显示GFP全部在蘑菇体Calyx处聚集。由于GFP和突出前的标记分子Synaptobrevin共表达，因此推测这些投射在蘑菇体的Calyx部位形成了功能性的突触［30］。有人［31］发现蘑菇体的lobes区表达GABA 受体 RDL（resistance to dieldrin），这暗示 GABA能神经元的投射可能在记忆的形成中扮演重要的角色。在蘑菇体中过表达RDL损害了嗅觉记忆的形成。另外，利用RNAi的方法降低RDL在蘑菇体中的表达增强了记忆的获得，而不是记忆的稳定，因此，蘑菇体中RDL的表达水平影响了记忆的获取水平。

APL （anterior paired lateral）神经元投射的 GABA能输入到蘑菇体lobes区。APL的胞体定位于蘑菇体Calyx的侧面，靠近侧角（lateral horn，LH）［30］。通过特异性 RNAi方法阻断APL神经元中GABA的生物合成能够增强嗅觉记忆的获取。APL神经元的功能成像分析显示在接受气味和电刺激时能够增加细胞内的钙离子水平和递质的释放。这些结果显示APL神经元通过释放抑制性神经递质GABA，抑制嗅觉学习，而GABA则是通过激活蘑菇体突触后的RDL受体起作用的。这些都表明，GABA能神经元的信息传递在学习和记忆中扮演着重要的角色。

4 腺苷酸环化酶

c AMP信号通路是了解最多的第二信使介导的信号途径，在脊椎动物和无脊椎动物的突触可塑性以及学习和记忆中都起着重要的作用。在果蝇中，有一系列c AMP信号通路中的效应分子都是学习记忆所必须的。

腺苷酸环化酶（adenylate cyclase，AC）能够催化 ATP脱去一个焦磷酸生成c AMP，生成的c AMP作为第二信使通过激活PKA（c AMP依赖性蛋白激酶），使靶细胞蛋白磷酸化，从而调节细胞反应。腺苷酸环化酶在蘑菇体神经元中表达，参与嗅觉学习记忆，由rut基因编码。rut突变体表现出嗅觉学习的缺陷，在成虫蘑菇体中表达rut能够恢复学习能力［32］。很长时间以来，人们发现这种形式的细胞信号传导对条件刺激与非条件刺激信号的整合至关重要。该酶对钙和钙调蛋白以及G蛋白的刺激很敏感［33］。因此，由于同时发生的电刺激和气体分子的刺激，嗅觉学习记忆可以引发两种通路。刺激非条件刺激通路能够激活多巴胺或者章胺受体相关联的G蛋白，刺激条件刺激通路能够通过电压门控离子通道增加蘑菇体神经元的钙离子内流。

通过果蝇大脑神经元功能成像试验，Tomchik等［34］报道多巴胺、章胺或者乙酰胆碱（Ach）能够提高蘑菇体中c AMP的浓度。把ACh添加到蘑菇体的Calyx能够模拟气味的信号，把多巴胺添加到蘑菇体的lobes能够模拟电刺激信号，同时能够增加c AMP的积累。重要的是，同时把乙酰胆碱添加到蘑菇体的Calyx，把多巴胺添加到蘑菇体的lobes能够产生一个协同的增加c AMP的信号。这种协同作用增加的c AMP的浓度要比它们单独作用增加的总和还要多得多。这种c AMP信号的协同作用依赖于腺苷酸环化酶，突变体则不能够显示这种协同效应。报道［35］也证实腺苷酸环化酶激活c AMP的一个效应分子PKA，做为条件刺激和非条件刺激信号同时发生的检测器。

5 嗅觉学习记忆神经环路

5.1 嗅觉信号、电刺激传递途径

果蝇的嗅觉器官由天线（antennae）和下颚须（maxillary palps）组成，它们上面存在许多毛状突起（sensilla），起到感知环境中气味分子的作用。在果蝇的头部，大约有1 300个嗅觉受体神经元（olfactory receptor neurons，ORN），它们的树突深入毛状突起，其中嗅觉受体（olfactory receptor，OR）则分布在嗅觉受体神经元中［36］。如图1所示，嗅觉受体能够识别环境中的气味分子，从而引发嗅觉受体神经元去极化，进而传导该信号。嗅觉受体神经元的轴突投射至触角叶区，它是昆虫大脑的嗅觉中心。嗅觉神经元和投射神经元（projection neurons，PN）在小球区（glomeruli）形成突触。小球区是突触密集、球形的神经纤维结构，起到翻译来自嗅觉神经元信号的作用。大约180个投射神经元把它们的突触伸展到蘑菇体的Calyx区域以及侧角。蘑菇体神经元也把它们的树突投射到Calyx区域，和投射神经元的轴突形成突触。通常，科学家们用全细胞记录或者钙离子成像来研究嗅觉信号［37］。目前，人们还不明确果蝇接受电击信号的神经环路，但确切的是多巴胺能神经元在传递惩罚性电击信号中扮演着重要的角色。

图1 果蝇嗅觉学习记忆神经环路简图Figure 1 Neuronal circuit of Drosophila learning ＆ memory

5.2 DAL神经元

长时程记忆依赖于蛋白质的合成，Chen等［9］利用温度敏感的毒素介导的核糖体失活抑制蛋白质合成的方法，对果蝇中条件性嗅觉学习记忆后蛋白质合成进行单个神经元的筛选。令人意外的是，在一对 DAL（dorsal－anterior－lateral）神经元中抑制蛋白质的合成破坏了长时程记忆的形成，而不是在通常认为学习记忆的中枢——蘑菇体。利用光转变荧光蛋白KAEDE报告内源性蛋白质合成技术，在间断性训练后，它们可以直接观察到DAL神经元中c AMP反应元件结合蛋白 CREB依赖的 Ca MKII（calcium／calmodulin－dependent protein kinase II）和period 基因的转录激活。阻断 DAL神经元的输出后，会破坏记忆的索取，而不是记忆的获得和巩固。这些发现提示一个蘑菇体之外的记忆环路：长时程记忆的巩固（从蘑菇体到DAL神经元），记忆的存储（DAL神经元），记忆的索取（DAL神经元到蘑菇体）。同时这些发现也表明了蘑菇体之外的CREB介导的基因转录表达在学习记忆中的重要作用。

5.3 椭圆体R2／R4m神经元

椭圆体位于蘑菇体的后方，是中央复合体比较靠前的结构，它由四类Large－field ring神经元（R1－R4）构成了典型的圆环形结构。有人［38］报道了椭圆体中的NMDA受体对长时程记忆的巩固起到重要的作用。Zhang等［3］发现激活椭圆体中的R2／R4m神经元并不影响果蝇的学习指数，而是特异的消除了麻醉敏感记忆。他们又进一步发现，其中约有2／3的R2／R4m是GABA能神经元，起到抑制麻醉敏感记忆的作用。利用 GRASP （GFP reconstitution across synaptic partners）技术，他们又揭示了位于椭圆体神经元突触区域的椭圆体和蘑菇体之间潜在的突触联系，暗示了存在于这两种重要的大脑结构之间的双向连接。他们的发现揭示了椭圆体和蘑菇体之间的直接连接，为对嗅觉学习记忆之间的神经环路基础提供了新的见解。

5.4 调节神经元：APL和DPM

DPM（dorsal paired medial）神经元能够支配蘑菇体，同时它们主要投射到蘑菇体α’和β’lobes区域，惩罚性和奖赏性的嗅觉记忆的形成均需要DPM神经元的输出［39］。神经元细胞之间也会形成缝隙连接（gap junction），它们形成的连接能够使得小分子穿梭于细胞之间，同时使得细胞之间的活性同步化，从而起到调节神经元的代谢和稳态的作用，而且已经发现缝隙连接和记忆的形成有一定的关系［40］。Wu等［41］发现APL和DPM神经元，能够和 MB之间形成异性的缝隙连接。利用RNA干扰技术，分别降低APL和DPM神经元中in x 7和in x 6基因的表达水平，他们发现果蝇表现出正常的嗅觉学习能力和完整的抗麻醉记忆，但是不能够形成麻醉敏感记忆。这些结果提示APL、DPM神经元和蘑菇体之间形成的异嗜性缝隙连接是形成记忆的蘑菇体神经环路中至关重要的组成部分，潜在的构成稳固麻醉敏感记忆的新的神经网络。

6 结语和展望

从信息的加工处理角度来看，记忆需要被接收，编码，存储，保留以及索取等一系列过程［42］，最后才能形成一个完整的学习记忆回路，其中记忆的巩固显得尤为重要。在该过程中，每个涉及到的单个神经元内，都会发生很多的变化，比如配体与受体结合，神经递质的释放，蛋白质的磷酸化，新基因的合成等等。此外，也需要不同类型的神经元以及脑区组织之间信息交流、传递。目前，对此了解依然很有限，很多的科学问题仍需探索解决。

基于果蝇强大的分子工具以及遗传学操作，已经了解了很多学习记忆的潜在机制。这帮助人们阐释了关于学习的条件刺激和非条件刺激的神经通路以及整合的调控分子、实时分子动态。由于果蝇的大脑结构比高等生物简单得多，人们能够很容易地鉴定出参与形成学习记忆的神经元、相关的神经元环路，从而解析出学习记忆的遗传与分子机制。至今，对果蝇学习记忆的研究已经历了一个从行为学到分子神经生物学的过程。得益于新的生物学手段技术的改进，人们能够更加微观地研究、揭示学习记忆的遗传分子机制。除此之外，为了进一步解析嗅觉信息的传递通路，人们目前最关心的是如何将果蝇中得到的研究成果推广到高等动物的研究中去。学习记忆是一个复杂的生物学过程，在神经科学研究的漫漫长路中我们还有很长的路要走，其明确的机制将会对日后神经系统疾病的治疗，尤其是学习记忆相关神经退行性疾病的治疗带来巨大的飞跃。

1 Balling A，Technau G M，Heisenberg M.Are the structural changes in adult Drosophila mushroom bodies memory traces？Studies on biochemical learning mutants［J］.J.Neurogenet.，2007，21（4）：209～217.

2 Mayford M，Kandel E R.Genetic approaches to memory storage［J］.Trends Genet.，1999，15（11）：463～470.

3 Zhang Z，Li X，Guo J，et al.Two clusters of GABAergic ellipsoid body neurons modulate olfactory labile memory in Drosophila［J］.J.Neurosci.，2013，33（12）：5 175～5 181.

4 Margulies C，Tully T，Dubnau J.Deconstructing memory in Drosophila［J］.Curr Biol.，2005，15（17）：R700～713.

5 McGuire S E，Deshazer M，Davis R L.Thirty years of olfactory learning and memory research in Drosophila melanogaster［J］.Prog Neurobiol.，2005，76（5）：328～347.

6 Blum A L，Li W，Cressy M，et al.Short－and long－term memory in Drosophila require c AMP signaling in distinct neuron types［J］.Curr Biol.，2009，19（16）：1 341～1 350.

7 Ho I S，Hannan F，Guo H F，et al.Distinct functional domains of neurofibromatosis type 1 regulate immediate versus long－term memory formation［J］.J.Neurosci.，2007，27（25）：6 852～6 857.

8 Trannoy S，Redt－Clouet C，Dura J M，et al.Parallel processing of appetitive short－and long－term memories in Drosophila［J］.Curr Biol.，2011，21（19）：1 647～1 653.

9 Chen C C，Wu J K，Lin H W，et al.Visualizing long－term memory formation in two neurons of the Drosophila brain［J］.Science，2012，335（6 069）：678～685.

10 Volders K，Scholz S，Slabbaert J R，et al.Drosophila rugose is a functional homolog of mammalian Neurobeachin and affects synaptic architecture，brain morphology，and associative learning［J］.J.Neurosci.，2012，32（43）：15 193～15 204.

11 Zhao J，Lv Y，Zhao X，et al.Dissociation of rugose－dependent short－term memory component from memory consolidation in drosophila［J］.Genes Brain Behav.，2013，12（6）：626～632.

12 Dubnau J，Chiang A S，Grady L，et al.The staufen／pumilio pathway is involved in Drosophila long－term memory［J］.Curr Biol.，2003，13（4）：286～296.

13 Zeng X，Sun M，Liu L，et al.Neurexin－1 is required for synapse formation and larvae associative learning in Drosophila［J］.FEBS Lett，2007，581（13）：2 509～2 516.

14 Tian Y，Li T，Sun M，et al.Neurexin regulates visual function via mediating retinoid transport to promote rhodopsin maturation［J］.Neuron，2013，77（2）：311～322.

15 Knapek S，Sigrist S，Tanimoto H.Bruchpilot，a synaptic active zone protein for anesthesia－resistant memory［J］.J.Neurosci.，2011，31（9）：3 453～3 458.

16 Kittel R J，Wichmann C，Rasse T M，et al.Bruchpilot promotes active zone assembly，Ca2＋channel clustering，and vesicle release［J］.Science，2006，312（5 776）：1 051～1 054.

17 Fouquet W，Owald D，Wichmann C，et al.Maturation of active zone assembly by Drosophila Bruchpilot［J］.J.Cell Biol.，2009，186（1）：129～145.

18 Owald D，Khorramshahi O，Gupta VK，et al.Cooperation of Syd－1 with Neurexin synchronizes pre－with postsynaptic assembly［J］.Nat Neurosci，2012，15（9）：1 219～1 226.

19 Naganos S，Horiuchi J，Saitoe M.Mutations in the Drosophila insulin receptor substrate，CHICO，impair olfactory associative learning［J］.Neurosci Res，2012，73（1）：49～55.

20 Sehgal A，Mignot E.Genetics of sleep and sleep disorders［J］.Cell，2011，146（2）：194～207.

21 Davis R L.Traces of Drosophila memory［J］.Neuron，2011，70（1）：8～19.

22 Mao Z，Davis R L.Eight different types of dopaminergic neurons innervate the Drosophila mushroom body neuropil：anatomical and physiological heterogeneity［J］.Front Neural Circuits，2009，3：5.doi：10.3389／neuro.04.005.2009.

23 Riemensperger T，Voller T，Stock P，et al.Punishment prediction by dopaminergic neurons in Drosophila［J］.Curr Biol.，2005，15（21）：1 953～1 960.

24 Schwaerzel M，Monastirioti M，Scholz H，et al.Dopamine and octopamine differentiate between aversive and appetitive olfactory memories in Drosophila［J］.J.Neurosci，2003，23（33）：10 495～10 502.

25 Kim Y C，Lee H G，Han K A.D1 dopamine receptor dDA1 is required in the mushroom body neurons for aversive and appetitive learning in Drosophila［J］.J.Neurosci，2007，27（29）：7 640～7 647.

26 Krashes M J，DasGupta S，Vreede A，et al.A neural circuit mechanism integrating motivational state with memory expression in Drosophila［J］.Cell，2009，139（2）：416～427.

27 Berry J A，Cervantes－Sandoval I，Nicholas E P，et al.Dopamine is required for learning and forgetting in Drosophila［J］.Neuron，2012，74（3）：530～542.

28 Honjo K，Furukubo－Tokunaga K.Distinctive neuronal networks and biochemical pathways for appetitive and aversive memory in Drosophila larvae［J］.J.Neurosci，2009，29（3）：852～862.

29 Moult PR.Neuronal glutamate and GABAA receptor function in health and disease［J］.Biochem Soc Trans，2009，37（Pt 6）：1 317～1 322.

30 Leiss F，Groh C，Butcher N J，et al.Synaptic organization in the adult Drosophila mushroom body calyx［J］.J.Comp Neurol，2009，517（6）：808～824.

31 Liu X，Krause W C，Davis R L.GABAA receptor RDL inhibits Drosophila olfactory associative learning［J］.Neuron，2007，56（6）：1 090～1 102.

32 McGuire S E，Mao Z，Davis R L.Spatiotemporal gene expression targeting with the TARGET and gene－switch systems in Drosophila［J］.Sci.STKE，2004，2004（220）：pl6.

33 Levin L R，Han P L，Hwang P M，et al.The Drosophila learning and memory gene rutabaga encodes a Ca2＋／Calmodulin－responsive adenylyl cyclase［J］.Cell，1992，68（3）：479～489.

34 Tomchik S M，Davis R L.Dynamics of learning－related c AMP signaling and stimulus integration in the Drosophila olfactory pathway［J］.Neuron，2009，64（4）：510～521.

35 Gervasi N，Tchenio P，Preat T.PKA dynamics in a Drosophila learning center：coincidence detection by rutabaga adenylyl cyclase and spatial regulation by dunce phosphodiesterase［J］.Neuron，2010，65（4）：516～529.

36 Kaupp U B.Olfactory signalling in vertebrates and insects：differences and commonalities［J］.Nat Rev Neurosci，2010，11（3）：188～200.

37 Turner G C，Bazhenov M，Laurent G.Olfactory representations by Drosophila mushroom body neurons［J］.J.Neurophysiol，2008，99（2）：734～746.

38 Wu C L，Xia S，Fu T F，et al.Specific requirement of NMDA receptors for long－term memory consolidation in Drosophila ellipsoid body［J］.Nat Neurosci，2007，10（12）：1 578～1 586.

39 Keene A C，Krashes M J，Leung B，et al.Drosophila dorsal paired medial neurons provide a general mechanism for memory consolidation［J］.Curr Biol.，2006，16（15）：1 524～1 530.

40 Kielian T.Glial connexins and gap junctions in CNS inflammation and disease［J］.J.Neurochem，2008，106（3）：1 000～1 016.

41 Wu C L，Shih M F，Lai J S，et al.Heterotypic gap junctions between two neurons in the drosophila brain are critical for memory［J］.Curr Biol.，2011，21（10）：848～854.

42 Dubnau J，Chiang A S.Systems memory consolidation in Drosophila［J］.Curr Opin Neurobiol，2013，23（1）：84～91.