具有菲环骨架的高分子载体固定淀粉酶交联聚集体

黎克纯，卢建芳,2,3,*，周菊英,2,3，许海棠,2,3，赵彦芝,2,3

具有菲环骨架的高分子载体固定淀粉酶交联聚集体

黎克纯1，卢建芳1,2,3,*，周菊英1,2,3，许海棠1,2,3，赵彦芝1,2,3

（1.广西民族大学化学化工学院，广西 南宁 530006；2.广西林产化学与工程重点实验室，广西 南宁 530006；3.广西高校协同创新中心，广西 南宁 530006）

用80%异丙醇溶液将淀粉酶沉淀聚集，随后用戊二醛交联制备交联淀粉酶聚集体（cross-linked amylase aggregates，CLEAs-A），最后将CLEAs-A共价固定在具有大孔的菲环骨架的载体上，制备固定化CLEAs-A。探讨各种优化条件，研究固定化CLEAs-A的酶学性质，结果显示固定化酶的热稳定性和储存稳定性明显提高，重复反应7 批次后，相对活性仍保留63.29%。此外，扫描电子显微镜和孔径测量展现了固定化CLEAs-A的表面和孔径结构。此法可作为一种通用方法，制备出工业生产中所需要的具有高生物催化性能的固定化酶。

淀粉酶；交联酶淀粉酶聚集体（CLEAs-A）；固定化CLEAs-A；菲环骨架

固定化酶指在一定的空间范围内起催化作用，并能反复和连续使用的酶。酶的固定化方法可分为载体固定化和无载体固定化两类[1-2]。其中载体固定化引入了没有催化功能的载体（载体约占固定化酶总量的90%～99%），“稀释”了单位体积的催化活性，酶活性严重损失。有些酶运用载体固定，通常酶活性损失超过50%，还有一个显著的缺陷就是产率低[3-5]。相对载体固定化酶来说，非载体固定化酶技术尤其是交联酶聚集体（cross-linked enzyme aggregates，CLEAs）具有对酶纯度要求低、无需载体、酶活性保持率高、操作简便等优点[6-7]，然而，CLEAs本身存在机械强度较差，在反复使用过程中易破碎，造成酶泄漏、回收困难等问题[8-10]。因此，提高固定化酶单位体积活性、机械强度及其操作稳定性是当今研究的一个热点[11-12]。

图1 固定化CLEAs-A制备过程Fig. 1 Flowchart for the preparation of immobilized CLEAs-A

本研究在CLEAs技术基础上进行改进，先将游离淀粉酶通过沉淀剂聚集，再用交联剂制成交联淀粉酶聚集体（cross-linked amylase aggregates，CLEAs-A），CLEAs-A和菲环骨架的高分子载体均有—NH2基团，再利用戊二醛的2 个—CHO基团分别与酶和载体的—NH2基团反应生成—N=CH—基团，即酶聚集体固定在了载体上（图1），并对其制备条件、结构特征、酶学性质进行了研究。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

淀粉酶 上海阿拉丁生化科技股份有限公司；3,5-二硝基水杨酸（化学纯） 广东台山化工厂；可溶性淀粉（分析纯） 国药集团上海化学试剂有限公司；麦芽糖（生物试剂） 上海润捷化学试剂有限公司；戊二醛（分析纯） 天津市大茂化学试剂厂；异丙醇（分析纯） 天津市富宇精细化工有限公司；其他试剂均为国产分析纯。

1.2 仪器与设备

SYC-15超级恒温水浴锅 南京桑力电子设备厂；SP-752紫外-可见光分光光度计 上海光谱仪器有限公司；Scientz-10N冷冻干燥机 宁波新芝生物科技股份有限公司；SUPRA 55 Sapphire场发射扫描电子显微镜 德国卡尔蔡司公司；ASAO2010微孔分析仪 美国Micromertics公司。

1.3 方法

1.3.1 CLEAs-A的制备

取2 mL淀粉酶原液（购买后未经过任何处理的淀粉酶溶液），置于冰浴中，缓慢加入一定体积的蒸馏水与沉淀剂沉降，酶聚集1 h，8 000 r/min离心20 min，再悬浮于5 mL的柠檬酸-柠檬酸钠缓冲液中，测定酶聚集体活力，确定聚集条件。

取适当浓度的酶聚集体悬浮液5 mL置于冰水浴中，加入0.05 mol/L CaCl2的溶液若干，以50 r/min的振荡速率放置1 h，再向其中缓慢滴加一定体积的戊二醛溶液并轻微搅拌，交联120 min，6 000 r/min离心10 min，弃去上清液，经缓冲液洗涤数次，得到CLEAs-A[12]，测定酶活力，确定交联条件。

1.3.2 固定化CLEAs-A的制备

将1.3.1节制得的CLEAs-A离心去除上清液，用缓冲液冲洗CLEAs数次，直到洗液中检测不到任何的活力，收集沉淀用柠檬酸钠缓冲液悬浮。加入一定量预处理的具有菲环结构的松香基树脂和戊二醛，在0 ℃条件下交联2 h，8 000 r/min离心20 min，用10 mL乙醇冲洗2 次，10 mL蒸馏水冲洗2 次，-20 ℃冷冻干燥。

1.3.3 游离酶活力测定

[13]的方法，在1 mL pH 5.6柠檬酸-柠檬酸钠缓冲溶液中，加入1 mL酶溶液，于（40.0±0.5） ℃恒温水浴中预热15 min，加入1 mL 1%淀粉溶液准确反应5 min后，迅速加入4 mL 0.4 mol/L NaOH溶液，终止酶反应。从混合液中量取2.0 mL溶液，加2.0 mL 3,5-二硝基水杨酸显色液，显色反应后在波长520 nm处测定吸光度，表示麦芽糖的生成量。用麦芽糖同步作标准曲线，以5 min内转化麦芽糖的量表示酶的活力单位/（mg/（mL•5 min））。

1.3.4 固定化酶活力回收率及相对活力测定

参考文献[13]的方法，分别称取一定质量的固定化淀粉酶于带过滤膜的反应器中，加入柠檬酸钠缓冲溶液，测定方法与游离酶相同，以1 mg的固定化酶在5 min内水解淀粉生成麦芽糖量表示酶活力单位/（mg/（mL•5 min））。固定化酶的活力回收率和相对活力分别按公式（1）、（2）计算。

1.3.5 制备条件的确定

1.3.5.1 交联剂浓度对CLEAs的影响

将原酶溶液稀释2 倍，以80%异丙醇为沉淀剂，聚集3 h。再分别加入不同体积分数的戊二醛，考察戊二醛体积分数对CLEAs的酶活力回收率的影响。

1.3.5.2 交联时间对CLEAs的影响

将原酶溶液稀释2 倍，以80%异丙醇为沉淀剂，3 h后加入体积分数1%的戊二醛，考察不同交联时间对CLEAs-A的酶活力回收率的影响。

1.3.5.3 钙离子浓度对固定化CLEAs-A的影响

向均匀分散淀粉酶聚集体悬浮液中分别加入0.021 8、0.029 2、0.035 3、0.039 6、0.043 8、0.044 7、0.046 4 mol/L CaCl2溶液，50 r/min振荡1 h，分别测定不同Ca2+浓度下制备的CLEAs-A的酶活力回收率。

1.3.5.4 交联剂体积分数对固定化CLEAs-A的影响

分别选择0.1%、0.5%、1.0%、1.5%、2.0%、2.5%的交联剂（戊二醛），测定戊二醛体积分数对固定化酶活力的影响。

1.3.5.5 交联时间对固定化酶活力的影响

交联时间分别选择1、2、3、4、5、6 h，考察交联时间对固定化酶活力的影响。

1.3.5.6 载体与CLEAs-A质量比对固定化酶活力的影响载体与CLEAs-A的质量比为0.3∶1、0.8∶1、1.3∶1、1.8∶1，考察其对固定化酶活力的影响。

1.3.6 固定化酶性质的测定

1.3.6.1 最适温度和pH值的测定

分别将固定化酶和游离酶置于30～80 ℃水浴中和pH值为3.0～7.0缓冲溶液中按照1.3.3节和1.3.4节进行酶活力检测。

1.3.6.2 热稳定性的测定

将固定酶和游离酶分别置于60 ℃水浴中，每隔30 min取1 g固定化酶和1 mL游离酶，测其活力。

1.3.6.3 储存稳定性的测定

将固定化酶与游离酶同时放在4 ℃冰箱保存，每隔7 d测定活力，以最高的酶活力为100%。

1.3.6.4 操作稳定性的测定

将1 g固定化CLEAs-A放入1 mL pH 7.6的柠檬酸-柠檬酸钠缓冲溶液中，于50 ℃恒温水浴中预热15 min，加入1%淀粉溶液1 mL准确反应5 min后，迅速加入4 mL，0.4 mol/L NaOH溶液，令酶反应停止，按1.3.3节和1.3.4节方法测定酶活力。考察固定化CLEAs在催化反应中的重复使用性。即每次催化完成后，回收固定化酶，用于下一次反应，把第1次使用时酶活力定义为100%。

2 结果与分析

2.1 聚集条件的确定活力

2.1.1 沉淀剂对CLEAs-A活力的影响

按1.3.1节的方法，分别加入不同体积分数的丙酮、硫酸铵、异丙醇、乙醇、聚乙二醇（polyethylene glycol，PEG）600聚集酶蛋白，测聚集体的活力和酶活力回收率，结果见表1。

表1 不同沉淀剂对CLEAs-A活性的影响Table 1 Effects of different precipitators on the activity of CLEAs-A

考察不同沉淀剂对淀粉酶的聚集效果，以最终CLEAs-A酶活力回收率为指标，选择最优沉淀剂。由表1可知，以80%异丙醇为沉淀剂时酶活力回收率最高，为87.61%。通过加入沉淀剂来改变酶溶液或水溶液的静电参数，使其形成蛋白质沉淀物。这一过程通常伴随着蛋白质分子内非共价键（如氢键）的破坏，造成其空间结构的变形，当这种变形影响到酶分子的活性中心时，酶催化活性降低，表现为完全或部分失活，不同沉淀剂对酶分子三维结构的影响不同，造成的失活程度也有所差异[14-15]。高浓度的沉淀剂能使酶蛋白从溶液中快速聚集并沉淀出来，有助于酶活性中心结构的维持；而浓度越低，聚集沉淀的速率越慢，对酶活性中心的损害就越大。与此同时，沉淀剂浓度过高，也会造成酶空间结构变形，酶活性中心受损，致使酶完全或部分失活[16]。

2.1.2 酶浓度对CLEAs-A活力的影响

以80%异丙醇为沉淀剂，将原酶溶液稀释不同倍数，分别考察其对酶活力回收率的影响，结果见表2。

表2 酶浓度对聚集体活性的影响Table 2 Effects of amylase concentration on the activity of amylase aggregates

由表2可知，将酶溶液稀释2 倍和原酶液得到的酶活力回收率相差不大，对比原酶液，稀释后的酶溶液的浓度降低，若要单位体积得到相同的酶活回收率，单位体积原酶液需要更多的沉淀剂，从节约的角度分析，选用稀释后的酶溶液更合理。同样，当沉淀剂量一定时，酶的浓度过大时，酶不能完全沉淀下来，酶活力回收率小，造成浪费。酶浓度过低时，单位量的酶对应的沉淀剂量大，沉淀剂沉降酶蛋白分子，这一过程会造成酶的空间结构发生变形，酶分子的活性中心会遭到破坏，酶活力下降。本实验中酶浓度稀释2 倍时，酶聚集体酶活力回收率最大。

2.1.3 沉淀时间对CLEAs-A活力的影响

图2 沉淀时间对CLEAs-A活力的影响Fig. 2 Effects of aggregation time on the activity of amylase aggregates

将原酶溶液稀释2 倍，以80%异丙醇为沉淀剂，分别考察沉淀1.0、1.5、2.0、2.5、3.0、3.5、4.0、4.5、5.0 h对酶聚集体的酶活力回收率的影响，结果见图2。酶蛋白沉淀需要一定的时间，在这个过程中时间越长，沉淀的酶蛋白越多，但与此同时，沉淀剂对酶蛋白的三维结构又有破坏作用，会引起酶失活，沉淀剂和酶蛋白接触的时间越长，破坏性越大。由图2可知，3 h时酶聚集体的酶活力回收率最大。

2.2 交联条件的确定

2.2.1 交联剂戊二醛体积分数对CLEAs-A活力的影响

戊二醛与酶分子上的基团发生化学反应时会改变酶的三维空间结构，进而影响到酶的活性中心，使酶活力发生改变。戊二醛体积分数较低，酶聚集体交联不充分，部分酶聚体重新溶解，活性基团暴露于环境中，极易受外界因素影响造成酶失活。戊二醛体积分数过高时，因交联剂有更多机会进攻酶的活性位点，也会造成酶活力的降低[17]。由图3可知，当戊二醛体积分数为1%时，CLEAs-A的酶活力回收率最大。

图3 戊二醛体积分数对CLEAs-A活力的影响Fig. 3 Effect of glutaradehyde concentration on CLEAs-A activity

2.2.2 交联时间对CLEAs-A活力的影响

图4 交联时间对CLEAs-A活力的影响Fig. 4 Effect of cross-linking time on CLEAs-A activity

由图4可知，5 h前CLEAs-A的酶活力回收率逐渐增加。由于酶聚体与戊二醛发生交联反应需要一定的时间，在这个过程中时间越长交联反应越彻底，因而交联在一起的酶蛋白也越多，酶活力回收率越大。但是，当该反应过程超过5 h时，随着时间的延长，CLEAs-A的酶活力回收率反而降低，由于时间越长过多的戊二醛反而会有更多的机会交联酶活性部位致使CLEAs-A活性下降；同时戊二醛不仅是酶的交联剂也是一种变性剂，随着反应时间的延长，戊二醛将有更多机会影响酶的活性中心结构，使淀粉酶自身的活性降低。2 个原因共同导致了酶活力回收率的降低[18]。

2.3 固定条件的确定

2.3.1 CaCl2浓度对CLEAs-A活力的影响

图5 CaCl 2对CLEAs-A活力的影响Fig. 5 Effect of CaCl2 concentration on immobilized CLEAs-A activity

游离淀粉酶生成CLEAs-A后，酶活性基团中的N再与Ca2+发生配位反应。其中Ca2+作为酶活性中心的催化基团起到参与催化反应、传递电子；连接酶与底物，便于酶与底物作用；稳定酶的构像；同时可以中和催化反应中的阴离子，有效降低反应中的静电斥力的作用。由图5可知，CaCl2的浓度越低，酶活力回收率越小，是由于低浓度的钙离子不能激活淀粉酶的活性中心；CaCl2的浓度越高，酶活力回收率也越小，是由于高浓度的钙离子阻碍酶固定化反应的进行，过多的钙离子周围形成的电子云团会对酶与底物结合有影响，同时对酶的结构改变比较大，所以表现为对酶活性有抑制作用[19]。因此当CaCl2的浓度为0.04 mol/L时，交联聚集体的酶活力回收率最大。

2.3.2 交联剂戊二醛体积分数对CLEAs-A活力的影响

图6 戊二醛体积分数对CLEAs-A活力的影响Fig. 6 Effect of glutaradehyde concentration on immobilized CLEAs-A activity

由图6可知，随着戊二醛体积分数的增加，固定化酶活力先增大后减小，当戊二醛体积分数为1%时，所得固定化酶活力最高。这是因为交联剂浓度较低时，交联剂不能将CLEAs-A完全交联在载体上，制备的固定化酶活力不高。但是随着交联剂浓度的增大，不仅成功连接了载体与CLEAs-A，而且酶分子内部、更多的酶分子与酶分子之间也会发生交联反应，因此阻碍了载体与

CLEAs-A的交联，使酶活力降低。

2.3.3 交联时间对CLEAs-A活力的影响

图7 交联时间对CLEAs-A活力的影响Fig. 7 Effects of cross-linking time on immobilized CLEAs-A activity

由图7可知，4 h时固定化酶的活力为最大值。这可能是因为固定化时间太短，载体与CLEAs-A结合还没有达到饱和状态，而固定化时间过长，戊二醛分子将进入酶聚体内部并与酶表面基团反应，同时，当载体负载的酶量达到过饱和状态就加大了CLEAs-A分子之间的拥挤程度，使得它与底物结合的空间阻碍加大，导致固定化酶活力下降[20-21]。

2.3.4 载体与CLEAs-A质量比对固定化酶活力的影响

图8 CLEAs-A与载体的质量比对CLEAs-A活力的影响Fig. 8 Effect of mass ratio of carrier to CLEAs-A on the activity of immobilized CLEAs-A

由图8可知，当载体与CLEAs-A的质量比为1.3∶1时，酶活力回收率最大。当投入过多的交联酶时，过多的酶会堆积在载体表面和孔道里将孔道阻塞或封堵，与底物作用不够充分，此时虽然加入的酶量大但是其酶活力回收率很低，即有效利用的酶量小，不经济环保[22]。

2.4 固定化酶的性质

2.4.1 最适温度和pH值

图9 固定化酶和游离酶的最适温度（a）和pH值（b）Fig. 9 Optimal temperature (a) and pH (b) for free amylase and immobilized CLEAs-A

由图9a可知，固定化酶的最适温度比游离酶提高了约10 ℃。可能是因为在较低温度下，载体没有舒张开，孔道内部酶的活性中心不能完全与底物接触；而在较高温度下，CLEAs-A被释放出；同时载体的框架结构以及酶分子自身的聚集、交联可以保护酶分子结构伸展变形，故固定化酶的最适温度比游离酶的高，耐热性提高[23]。由图9b可知，固定酶的最适pH值比游离酶的最适pH值向碱性方向移动1.0 个单位。可能是由于菲环结构载体上的氨基阻碍氢离子在载体表面及缓冲溶液中的均匀分布，从而使固定化酶和反应液之间产生浓度梯度的变化，即酶的微环境发生变化，导致最适pH值改变[24]。

图10 固定化酶和游离酶的热稳定性Fig. 10 Effect of temperature on the activities of free amylase and immobilized CLEAs-A

2.4.2 热稳定性由图10可知，酶聚集体交联以及将其固定在菲环结构的载体上，都有利于抑制酶分子的折叠和反转，从而减少对酶分子三维结构的破坏作用。增强酶分子结构的刚性，因而抗热变性能力增加。游离酶在60 ℃条件下保温，酶活力下降明显，210 min后残余活力仅为最初的19.4%。而固定化酶在相同条件下活力下降缓慢，210 min后活力为初始的74%，可见固定化酶具有更好的热稳定性。

2.4.3 储存稳定性

图11 固定化酶和游离酶的储存稳定性Fig. 11 Storage stability of free amylase and immobilized CLEAs-A

由图11可知，游离酶的活力下降很快，28 d已经没有活性。固定化酶储存35 d，活力仍保持在63.05%，说明淀粉酶被固定化以后其寿命明显增长。可能原因是：1）将CLEAs-A固定在载体上，使酶分子与酶分子多点连接，可防止酶分子伸展变性[25]；2）酶分子交联结合后，由于酶失去了分子间相互作用的机会，从而抑制了酶降解[26]。

2.4.4 操作稳定性

由图12可知，固定化酶连续使用7 个批次后其相对酶活力仍保持63.29%。固定化酶重要的应用优势就是从反应媒介中回收方便，重复利用，可以简化后续工艺过程，降低耗酶费用。

图12 固定化酶的操作稳定性Fig. 12 Reusability of immobilized CLEAs-A

2.4.5 米氏常数

米氏常数表示酶和底物之间的亲和能力。配制质量分数分别为1%、2%、3%、4%、5%的底物溶液（可溶性淀粉溶液），同时测定固定化酶与游离酶的活力。以淀粉酶浓度的倒数（1/S）为横坐标，以反应速率的倒数（1/v）为纵坐标，按Linewaver-Burk法作图求得游离酶的Km为37.2 g/L，固定化酶的Km为44.8 g/L。固定化酶Km偏高可能是由于通过酶分子聚集交联，然后再利用戊二醛将其交联在具有菲环骨架的载体上的方法制备固定化酶，酶分子之间高度聚集交联，CLEAs-A进入到载体孔径内，不利于底物进出酶的活性作用中心，减弱了其与底物的诱导契合反应，亲和力降低。

2.4.6 微量热反应

图13 固定化酶催化反应过程中的热流曲线Fig. 13 Heat flow curve for the catalytic reaction process of immobilized CLEAs-A

298.15 K、pH 6.0条件下，测定固定化酶催化淀粉生成麦芽糖过程中的能量变化。由面积归一化方法得出每克固定化酶催化反应淀粉需吸热553.819 mJ，由图13可见，整个催化过程有2 个热量变化区域，一个是较强的吸热区域，一个是相对较弱的放热区域。当固定化酶与底物接触时，淀粉分子挣脱分子间引力，向固定化酶表面扩散、进出载体孔径和CLEAs-A内部均需要从外界吸收能量转化为动能，而淀粉酶催化淀粉分子转化成麦芽糖，是放热反应[27-28]。归一化方法外推直线与热流曲线交叉点为此刻体系吸热量和放热量相互抵消。之前放出的热量数值上小于吸收的热量，图中显示吸热峰。此后放出的热量数值上大于吸收的热量，图中显示放热峰。当反应达平衡，热流曲线开始平稳，最终得到平稳曲线。

2.4.7 物理特性

2.4.7.1 孔径及比表面积

载体的平均孔径及比表面积分别为97 nm和3.17 m2/g。同时，固定化酶的平均孔径减小到32 nm，可能是由于CLEAs-A进入到载体孔道内占据了位置。比表面积增加到3.71 m2/g，可能是因为CLEAs-A尺寸相对较小，但是比表面积大，堆积在载体的表面，增大了固定化酶的比表面积。

2.4.7.2 微球粒径与粒径分布

图14 载体和固定化酶的粒径分布Fig. 14 Particle size distribution of carrier and immobilized CLEAs-A

任何非均向催化剂在工业生产应用过程中，粒径大小是一个重要的特性，是因为它能直接影响传质和过滤能力。CLEAs-A的粒径范围通常在5～50 μm，由于其相对小的尺寸，批次操作不易过滤[23,29]。由图14可知，固定化酶的粒径分布在1 400～4 200 μm，比载体粒径更大、分布更均一，有利于回收重复使用。

2.4.7.3 扫描电子显微镜

图15 载体（a）和固定化酶（b）的电子显微镜图Fig. 15 SEM images of carrier (a) and immobilized CLEAs-A (b)

由图15可见，载体表面粗糙，凹凸不平，有大量的孔洞和凹陷，增大了载体的比表面积，有利于酶固定化。相对固定化酶，其表面大部分被CLEAs-A覆盖，且分布较均匀，表面的孔洞明显减少，表明通过戊二醛的“手臂”作用将CLEAs-A连接在了载体表面及孔道内。由于，酶聚集体粒径范围通常在5～50 μm，在这个范围之内粒径的比表面积较大[30]。通过戊二醛“手臂”将酶聚集体接在载体上，实质上是增加了载体的比表面积。

3 结 论

本研究通过将CLEAs-A固定在具有菲环结构的载体上，制得固定化CLEAs-A。与游离淀粉酶相比，固定化CLEAs-A显示出更好的储存稳定性、可重复使用性及耐热性。此外，粒径大小、孔隙大小和形态特征测定结果表明，固定化CLEAs-A的物理特性发生了很大的变化，可能促进催化反应。研究结果表明，新开发的固定化CLEAs-A是一种有效的生物催化剂，同时制备固定化CLEAs-A方法可以作为一般方法，为有效发展各种基于多孔载体的固定化酶提供借鉴。

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Immobilization of Cross-Linked Amylase Aggregates on Polymer Containing Phenanthrene Skeleton

LI Kechun1, LU Jianfang1,2,3,*, ZHOU Juying1,2,3, XU Haitang1,2,3, ZHAO Yanzhi1,2,3
(1. School of Chemistry and Chemical Engineering, Guangxi University for Nationalities, Nanning 530006, China; 2. Guangxi Key Laboratory of Chemistry and Engineering of Forest Products, Nanning 530006, China; 3. Collaborative Innovation Center in Guangxi, Nanning 530006, China)

Amylase was precipitated with 80% isopropanol followed by cross-linking with glutaraldehyde to obtain crosslinked amylase aggregates (CLEAs-A). Then CLEAs-A was covalently immobilized on a macroporous polymer carrier containing a phenanthrene skeleton to obtain immobilized CLEAs-A. Herein, various process parameters were systematically evaluated. Moreover, the enzymatic properties and physical structure of immobilized CLEAs-A were investigated. The thermal and storage stability were improved remarkably as compared with those of the free amylase. After seventh repeated use, the activity recovery of immobilized CLEAs-A was still as high as 63.29%. Furthermore, scanning electron microscopy and porosity measurements indicated the surface and pore structure of immobilized CLEAs-A. The proposed immobilization strategy would provide a general approach for preparing immobilized enzymes with robust and high bio-catalytic properties for use in industrial production.

amylase; cross-linked amylase aggregates (CLEAs-A); immobilized CLEAs-A; phenanthrene skeleton

10.7506/spkx1002-6630-201714017

Q814.2

A

1002-6630（2017）14-0112-08

黎克纯, 卢建芳, 周菊英, 等. 具有菲环骨架的高分子载体固定淀粉酶交联聚集体[J]. 食品科学, 2017, 38(14): 112-119.

DOI:10.7506/spkx1002-6630-201714017. http://www.spkx.net.cn

LI Kechun, LU Jianfang, ZHOU Juying, et al. Immobilization of cross-linked amylase aggregates on polymer containing phenanthrene skeleton[J]. Food Science, 2017, 38(14): 112-119. (in Chinese with English abstract) DOI:10.7506/spkx1002-6630-201714017. http://www.spkx.net.cn

2016-07-01

国家民委项目（14GXZ012）；广西高校科学技术研究项目（KY2015LX069；KY2015YB080）；

广西民族大学科研项目（2016MDQN019；2016MDYB025）

黎克纯（1984—），男，工程师，硕士，研究方向为天然产物改性及应用。E-mail：127606314@qq.com

*通信作者：卢建芳（1979—），女，实验师，博士研究生，研究方向为天然产物改性及应用。E-mail：18578992008@163.com