大鼠清醒状态下单人尾静脉注射方法研究

王晓婉，杨祎琦，王若绮，韩晓东，徐方方，刘 博

(1.广州中医药大学第二临床医学院，广东广州510006； 2.吉林工程职业学院，吉林四平136001)

大鼠是医学实验研究中常用的实验动物，广泛应用于药物研究、行为学研究、肿瘤学研究及其他急慢性实验研究。大鼠清醒状态下尾静脉注射是动物实验中最常用也是难度相对较高的技能操作之一，单人操作更是考验试验者的技能水平。因此，较好的掌握此项技术也显得尤为重要。大鼠清醒状态下单人尾静脉注射的成功以大鼠固定、静脉暴露、进针、注射等一系列操作的成功为前提。任何一个环节出错都会导致注射失败，影响实验进度及实验结果的准确性。我们在长期实验动物技能操作过程中，总结出大鼠清醒状态下单人尾静脉注射的方法及技巧。具体操作方法介绍如下。

1 材料与方法

1.1 材料 1 mL(0.45号，26 G针头)或2 mL(0.5号，25 G针头)一次性注射器，大鼠固定器，75%酒精，无菌棉签、棉球，乳胶手套(图1. A; B)。

1.2 实验动物 SPF级健康雄性SD大鼠10只，体重180～220 g，1.5～2月龄，来源于广东省医学实验动物中心【SCXK(粤)2013-0002】，由广东省中医药科学院实验动物中心饲养【SYXK(粤)2013-0094】。按照动物实验的“3R”原则给予人道主义关怀。适应性饲养1周后开始实验。

1.3 方法

1.3.1 固定前准备 将大鼠从笼具中拿出，置于笼具上30 s，轻拖大鼠尾部刺激其排便排尿，减少其在固定过程中的排泄量。

1.3.2 固定 采用大鼠固定器固定大鼠(图1. B)，待大鼠钻入固定器中(图1. C)，将鼠体固定，尾部暴露于固定器外。大鼠尾部左右两侧及背腹侧的血管清晰可见，每侧均有伴行的动静脉。其中，左右两侧静脉比较易于暴露及固定，为尾静脉注射首选。进针部位一般选择两侧尾静脉下段1/4～1/3处为宜。大鼠尾部表皮角质厚硬，操作时，先用75%酒精棉签以一定力度由近心端至远心端反复擦拭注射部位，既可消毒注射部位，又可软化表皮使其脱落，还可使血管扩张便于辨认(图1. D)。左手拇指在上、中指在下，固定大鼠尾尖部，控制鼠尾角度。食指垫于注射部位下方，辅助调整进针角度。

图1 大鼠尾静脉注射操作

A：实验用品； B：大鼠固定器； C：大鼠自动钻入固定器； D：酒精棉签反复擦拭； E：挤压尾根部扩张血管； F：准备进针； G：进针后回抽有回血； H：固定针头、推注液体； I：按压止血

1.3.3 进针 进针前，将尾部稍向下拉，右手轻压尾根部暂时阻断血液流通，充分暴露进针部位的静脉血管(图1. E)。操作者右手持1 mL一次性注射器(0.45号，26 G针头)，使针头与静脉成小于15°夹角，针尖斜面朝上(图1. F)，对准血管快速刺入皮肤，待针头进入皮下(斜面完全进入皮肤)后，左手食指辅助针尖抬起与血管平行进针约0.5 cm，有落空感后，再继续进针约1 cm。右手回抽注射器见有回血(图1. G)，则证明针头已准确刺入静脉，轻推无阻力即可开始注射。注射时，拇指在上、食指在下在进针点处捏住针头，防止其从静脉滑脱(图1. H)。若回抽无回血或见回血后推注有阻力，则说明针头未进入血管内，此时应将针头退回皮下重新进针，或退针止血后重新选择进针点注射。注射时，应从远心端至近心端依次进针。一根尾静脉自远心端至近心端注射3次，两根血管交替进行。

1.3.4 注射 尾静脉穿刺成功后，左手拇指及中指固定进针点处针头，防止针头滑脱及液体回流，右手将药液按一定速度缓慢推入。大鼠的尾静脉注射量一般为0.5～2 mL。严格控制注射速度，不要太快，一般2 mL/min。推注完毕后，操作者左手持医用棉球按压进针点(图1. I)，右手轻退针头。按压止血1 min后，将大鼠放回笼具。

1.4 统计学处理

2 结果

我们对采用经验方法对10只健康雄性SD大鼠清醒状态下进行单人尾静脉注射，结果显示，第1针成功9只，成功率90%；穿刺成功10只，总成功率100%；固定及注射时间平均89 s(表1)。

表1 10只SD大鼠尾静脉注射完成情况

3 讨论

3.1 大鼠的固定 大鼠固定器利用大鼠的钻孔习性，让大鼠自觉钻入固定器，固定大鼠躯干，露出鼠尾易于操作[1]。使用大鼠固定器固定大鼠，可有效节省人力，避免操作者被大鼠咬伤，大鼠可保持清醒状态，减少对大鼠尾部损伤，减少应激反应，提高实验效率，减少误差[2]。本方法中使用的大鼠固定器为不锈钢桶状结构，坚固可靠，有无毒、无味、柔韧、耐腐蚀、耐高温的特点，可在无特定病原体环境中使用，即可减少应激，又可避免抓捕过程中对实验人员造成的伤害。前端为锥形网状可视区，透气性好，不影响大鼠呼吸，又便于观察大鼠状态。后端为入口，连接以360°转动的带缺口的圆门，以螺丝固定。大鼠钻入后，调整圆门位置，露出尾部，拧动螺丝关闭圆门并固定，便于对尾部进行操作。本方法可单人进行大鼠的固定、消毒、注射等一系列操作，不必再另设辅助者，节约人力，提高效率，事半功倍。

我们在长期动物实验过程中发现，固定后的大鼠排便排尿量会增加，影响实验操作，对实验环境造成污染，而轻扯大鼠尾部可刺激排便排尿。故建议在固定大鼠前，轻扯大鼠尾部30 s，刺激其排泄，以减少其在固定过程中的排泄量，保证尾静脉注射操作的顺利进行。

3.2 大鼠尾部皮肤及血管处理 关于血管扩张的方法，文献中常提及用40 ℃～60 ℃温水浸泡大鼠尾部，达到软化表皮，扩张血管的作用[3-6]。然而，相关试验数据表明，鼠尾加热会增强大鼠机体代谢，影响实验结果，如不慎，更会导致大鼠尾部烫伤，造成损害[7]。且准备温水及擦拭过程繁琐，不建议使用。我们在实验过程中发现，用75%酒精棉签以一定力度擦拭数次即可较好的软化鼠尾表皮并使血管扩张，简单快捷，又不影响大鼠生理状态。

3.3 穿刺点 大鼠尾部共有3根静脉血管，背部及左右两侧各一根。文献显示，左右两侧静脉因其易于暴露及固定，成为尾静脉注射中首选[8]。在试验过程中我们也发现两侧血管易于操作，因此，建议选用鼠尾两侧尾静脉作为进针血管。大鼠尾部下段1/4～1/3 处皮肤角化程度相对较低，易于进针，静脉血管清晰可辨，且大鼠的肌肉骨骼系统的结构逐渐减少至尾部的末端，而血管大小不减少，故在此处进针成功率高[9]。需要注意的是，选择注射点应先尾后根，左右两侧血管交替进针。另外，应勤练提高准确率，同一时间段内单根血管连续注射次数不得超过3次，以减少对鼠尾的损伤。

以往文献建议，在尾静脉注射进针过程中，待针尖进入皮下后，便使针头沿血管方向水平进针[10-12]。但实际操作中，针尖进入皮下后，靠单手调整针头角度进针的结果往往是针尖不易进入血管或者扎穿血管，影响后续操作，尤其对新手来说，更难把握针头角度。且大鼠尾静脉细小、位置表浅，增加了进针难度。我们在尾静脉注射操作过程中发现，借助垫在注射点下方的左手食指，可更好的调整针头方向。左手食指与持针的右手配合引导针头紧贴尾部皮下，更利于成功进针。

另外，针头在静脉血管中行进时，滑利感非常强烈，且推注药液时阻力很小。若进针非常艰难，但回抽可见少量血液，这说明血管已被扎穿，此时应退针止血后，靠近近心端或者对测血管再次进针。若推注药液时阻力很大，则说明药液进入了皮下，可看到尾部皮肤肿胀发白，此时亦应退针止血后重新进针。

3.4 推注剂量及速度 大鼠单次尾静脉注射最大剂量不得超过2 mL，注射速度应保持在2 mL/min[13]。如注射过量或速度过快，则会造成大鼠心力衰竭、肺水肿等，严重者导致死亡。此外，在推注过程中应紧压进针点及针身，一方面防止注射液流出造成浪费，另一方面避免大鼠躁动导致针头滑脱。

4 结论

大鼠尾静脉注射是动物实验中非常重要的操作技能，有时甚至是试验成功的关键步骤。所以，必须按照正确的方法勤练习、多体会，才能更好的掌握这门技术。借助固定器在大鼠清醒状态下行单人尾静脉注射，严格规定注射部位、进针次数，掌握进针技巧，控制给药剂量及速度，方法简单易行，省时省力，可操作性强，在动物实验技能操作中具有较高的应用价值，推荐给广大科研工作者。