2型糖尿病患者miR-375、miR-126表达水平及与胰岛素抵抗关系

翟倩倩 覃艳 朱云峰 王涛

2 型糖尿病（type 2 diabetes mellitus，T2DM）是全球范围内流行的慢性非传染性疾病，以胰岛素抵抗和胰岛素敏感性下降导致的慢性血糖水平进行性升高为特征［1］。数据显示，我国糖尿病患者约1.8 亿，预计至2040年将增至4.15 亿，糖尿病患病状况不容乐观，对其防治至关重要［2］。T2DM 病因和发病机制尚未完全阐明，胰岛β 细胞功能受损、胰岛素抵抗是目前已知T2DM 发生、发展的重要机制，但二者的具体分子调控机制仍不清楚［3］。随着分子水平研究的不断发展，最新研究显示，多种微小核糖核酸（microRNA，miRNA）在胰岛细胞发育、β 细胞分化及胰岛素分泌中发挥着重要作用，参与T2DM 的发生发展，有望为T2DM 发病机制研究及临床诊断、治疗新靶点提供新的方向［4-5］。miR-375 是在胰岛细胞中特异性表达的miRNA，在维持正常的α 细胞和β 细胞数量、调节胰腺发育等方面发挥重要作用，与胰岛素分泌相关［6］。miR-126 是多功能miRNA，可通过调控胰岛素受体底物1 的表达，参与胰岛素抵抗［7］。本研究旨在分析T2DM 患者血浆miR-375、miR-126 表达水平及其与胰岛素抵抗关系，为临床T2DM 发生机制和诊疗提供参考。报道如下。

1 资料与方法

1.1 一般资料

选择2019年1月至2019年12月新乡医学院第一附属医院收治80 例T2DM 患者为研究对象，分为T2DM 前期组32 例和T2DM 组48 例，T2DM标准：存在口渴多饮、多尿、多食等典型症状和/或FPG≥7.0 mmol/L 和/或餐后2h 血糖（2 hour plasma glucose，2hPG）≥11.1 mmol/L；T2DM 前期标准：包括空腹血糖受损（6.1 mmol/L≤FPG＜7.0 mmol/L 和/或2hPG≥7.8 mmol/L）和糖耐量异常（FPG＜7.0 mmol/L 和/或7.8 mmol/L≤2hPG＜11.1 mmol/L）［8］。纳入标准：①T2DM 组符合《中国2 型糖尿病防治指南》［8］中的T2DM 诊断标准，T2DM 前期组符合《中国2 型糖尿病防治指南》［8］中T2DM 前期标准；②年龄18～80 岁；③可配合研究进行相关指标检测。排除标准：①存在恶性肿瘤；②存在严重心、脑、肝等重要脏器功能障碍；③存在甲状腺功能紊乱等其他内分泌疾病；④存在免疫性疾病；⑤合并急慢性感染；⑥凝血功能异常。另选取同期行健康体检的40例健康人作为对照组。各组一般资料比较差异无统计意义（P＞0.05），见表1。研究纳入对象均已签署知情同意书，研究经院医学伦理委员会批准。

表1 三组研究对象一般资料比较（±s）Table 1 Comparison of general data among the three groups of study subjects（±s）

表1 三组研究对象一般资料比较（±s）Table 1 Comparison of general data among the three groups of study subjects（±s）

组别对照组T2DM 前期组T2DM 组χ2/t 值P 值n 40 32 48性别（男/女）23/17 18/14 28/20 0.034 0.983年龄（岁）54.37±6.52 56.28±7.16 55.73±7.84 0.773 0.464 BMI（kg/m2）23.12±2.72 23.58±4.21 22.79±3.24 0.518 0.597收缩压（mmHg）122.62±16.24 126.32±15.37 125.87±14.21 0.697 0.500舒张压（mmHg）80.46±11.18 79.17±10.86 80.22±12.37 0.143 0.867

1.2 方法

1.2.1 血糖、血脂检测及胰岛素抵抗评估

受试者均采集空腹8 h 的晨起外周静脉血标本及餐后2 h 静脉血标本各3 mL，3 000 r/min 离心处理15 min，取上清液，使用全自动生化分析仪以葡萄糖氧化酶法测定血糖（FPG、2hPG）水平及血脂［血清总胆固醇（total cholesterol，TC）、三酰甘油（triglyceride，TG）、高密度脂蛋白胆固醇（high-density lipoprotein cholesterol，HDL-C）、低密度脂蛋白胆固醇（low density lipoprotein cholesterol，LDL-C）］，以电化学发光法测定空腹胰岛素（fasting serum lisulin，FIns）水平；以稳态模型评估胰岛素抵抗指数（homeostasis model assessment of insulin resistance，HOMA-IR），HOMA-IR=FPG×FIns/22.5。

1.2.2 血浆miR-375、miR-126 表达水平检测

采集受试者空腹清晨静脉血标本2 mL，以Trizol 法提取血清总RNA，采用miR cDNA 第一链合成试剂盒反转录合成cDNA，采用荧光实时反转录聚合酶链法检测miR-375、miR-126 表达水平，扩增程序：95℃15 min，94℃15 s，55℃30 s，70℃30 s（收集荧光信号），扩增40 个循环，扩增完毕后以U6为内参分析数据，计算Δ 循环阈值（Ct），miR-375、miR-126 的相对表达量以2-ΔΔCt表示。

1.3 统计学方法

采用SPSS 19.0 统计软件进行数据分析，计量资料以（±s）形式表示，组间比较行t检验，多组间比较行方差分析；计数资料以n（%）表示，采用χ2检验，相关性分析采用Pearson 相关分析法，以logistics 回归分析识别影响HOMA-IR 的风险因素，以P＜0.05 为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 三组研究对象血糖、血脂及胰岛素抵抗水平比较

FPG、2hPG、HOMA-IR、TG、TC、LDL-C、FIns水平：对照组＜T2DM 前期组＜T2DM 组，HDL-C 水平：对照组＞T2DM 前期组＞T2DM 组，差异有统计学意义（P＜0.05）。见表2。

表2 三组研究对象血糖、血脂及胰岛素抵抗水平比较（±s）Table 2 Comparison of blood glucose，blood lipids and insulin resistance among the three groups of study subjects（±s）

表2 三组研究对象血糖、血脂及胰岛素抵抗水平比较（±s）Table 2 Comparison of blood glucose，blood lipids and insulin resistance among the three groups of study subjects（±s）

注：与对照组比较，aP＜0.05；与T2DM 前期组比较，bP＜0.05。

组别对照组T2DM 前期组T2DM 组F 值P 值n 40 32 48 FPG（mmol/L）5.02±0.79 6.13±1.54a 9.68±3.28ab 51.694＜0.001 2hPG（mmol/L）5.78±0.82 9.03±1.67a 18.64±5.32ab 168.931＜0.001 TC（mmol/L）3.78±0.92 4.11±1.06a 4.86±1.12ab 11.399＜0.001 TG（mmol/L）1.31±0.94 1.74±1.03a 2.03±1.11ab 4.958 0.009 HDL-C（mmol/L）1.57±0.38 1.23±0.32a 0.96±0.29ab 33.883＜0.001 LDL-C（mmol/L）1.89±0.83 2.27±0.82a 3.89±0.94ab 60.304＜0.001 FIns（μU/mL）4.92±3.12 8.61±4.92a 9.63±6.54ab 9.605＜0.001 HOMA-IR 1.10±0.56 2.34±1.32a 4.14±2.08ab 43.931＜0.001

2.2 3 组研究对象血浆miR-375、miR126 表达水平比较

血浆miR-375 表达水平：对照组＜T2DM 前期组＜T2DM 组，差异有统计学意义（P＜0.05）；T2DM前期组、T2DM 组miR126 表达水平低于对照组，差异有统计学意义（P＜0.05），但T2DM 前期组、T2DM 组miR126 表达水平比较差异无统计学意义（P＞0.05）。见表3。

表3 3组研究对象血浆miR-375、miR126表达水平比较（±s）Table 3 Comparison of expression levels of plasma miR-375 and miR126 among 2 groups of study subjects（±s）

表3 3组研究对象血浆miR-375、miR126表达水平比较（±s）Table 3 Comparison of expression levels of plasma miR-375 and miR126 among 2 groups of study subjects（±s）

注：与对照组比较，aP＜0.05；与T2DM 前期组比较，bP＜0.05。

组别对照组T2DM 前期组T2DM 组F 值P 值n 40 32 48 miR-375 1.00±0.23 3.03±0.64a 3.58±0.79ab 203.935＜0.001 miR126 3.16±0.48 1.15±0.26a 1.00±0.24a 490.900＜0.001

2.3 T2DM 患者血浆miR-375、miR126 表达水平与血糖、HOMA-IR 的相关性

相关性分析显示，T2DM 患者血浆miR-375 表达与FPG、2hPG、FIns、HOMA-IR 呈正相关（r=0.461，0.523，0.506，0.624，均P＜0.05），miR126 表达与FPG、2hPG、FIns、HOMA-IR 负相关（r=-0.349，-0.457，-0.423，-0.439，均P＜0.05）。

2.4 影响T2DM 患者HOMA-IR 的logistics 回归分析

Logistics 回归分析显示，血浆miR-375 表达上调、miR126 表达下调是影响T2DM 患者HOMA-IR的危险因素（P＜0.05）。见表4。

表4 影响2 型糖尿病HOMA-IR 的logistics 回归分析Table 4 Logistics regression analysis affecting HOMA-IR in type 2 diabetes mellitus

3 讨论

胰岛通过β 细胞和α 细胞分泌的胰岛素和胰高血糖素发挥维持葡萄糖稳态的核心作用，胰岛素抵抗即胰岛素敏感性和反应性下降，会使胰岛素水平无法维持葡萄糖稳态，是T2DM 的主要发病机制之一［9-10］。此外，T2DM 患者血糖代谢异常的同时也往往存在血脂代谢异常，且与胰岛素抵抗密切相关。本研究结果说明随着T2DM 发生、发展，患者糖脂代谢异常和胰岛素抵抗逐步加重，与既往研究结果一致［11］。miRNA 是与代谢疾病密切相关的微小非编码RNA，通过转录后水平调控基因表达能够调节胰腺β 细胞的生存、凋亡、增殖和分化等，影响胰岛素分泌和胰岛素抵抗状态，作为葡萄糖动态平衡的调节器，间接地控制葡萄糖和脂质代谢，参与T2DM 及其并发症的发生、发展［12］。

miR-375 是在胰岛细胞检测到的最丰富的miRNA，可直接作用于靶蛋白重组胰岛素样生长因子1的表达，从而抑制葡萄糖介导的β 细胞胰岛素分泌；还可通过调控相关通路，抑制其蛋白质表达，促进胰岛β 细胞凋亡等；miR-375 可通过调控多个靶基因发挥调节胰腺发育、胰腺细胞生长和增殖、胰岛素分泌的作用，但目前其精准调控T2DM 的机制仍有待深入研究［13］。动物实验显示，miR-375 能够调控胰岛α和β 细胞的生长，影响血糖稳态［14］。本研究结果说明miR-375 与T2DM 患者糖脂代谢水平密切相关，参与T2DM 的进展。logistics 回归分析也显示血浆miR-375 上调是影响HOMA-IR 的独立危险因素，提示miR-375 可能通过影响血糖代谢调节胰岛素抵抗状态，促进T2DM 的发生、发展。

miR-126 是糖尿病中最广泛研究的miRNA，可通过减少趋化因子配体2 分泌抑制脂肪组织胰岛素抵抗，但其还会抑制胰岛素受体底物-1、磷酸肌醇3 激酶调节亚单位、蛋白激酶B 的表达，调控胰岛β 细胞的增殖，调节胰岛的生长发育，并使肝组织对胰岛素的反应性下降，胰岛素代偿性增多，出现肝细胞胰岛素抵抗［15］。此外，miR-126 在血管形成、重塑及血管炎性反应等方面还具有重要作用［16］。本研究结果表明miR-126 与T2DM 发生、发展有关。本研究还显示，miR126 表达下调是影响HOMA-IR 水平的独立危险因素，说明血浆miR126表达可能受糖脂代谢的调控，参与T2DM 的胰岛素抵抗。

综上所述，T2DM 患者血浆miR-375 表达上调、miR-126 表达下调，二者均与T2DM 糖脂代谢调控机制有关，是影响患者HOMA-IR 水平的独立危险因素。