植物挥发性有机化合物在农业病害防控中的潜能与应用

马迪成, 窦道龙, 刘 峰

(1. 中国农业大学 植物保护学院，北京 100193；2. 山东农业大学 植物保护学院，山东 泰安 271018)

植物病害每年造成的作物损失高达2 200 亿美元[1]，严重威胁全球粮食安全。选育抗病品种是田间防治植物病害最经济有效的策略[2]，但传统的抗病育种策略通常需要连续几代的轮回选择，且获得的抗病性很容易被病原菌通过突变而逆转[3]。农药的使用依然是控制植物病害的最常用手段，但杀菌剂的不合理或不科学使用会导致生产成本增加、抗药性水平提高并带来环境污染的风险[3]。因此，现阶段的农业可持续发展需要寻找更多新的手段，尤其是寻找可以替代传统农药的解决方案。

植物挥发性有机化合物 (volatile organic compounds, VOCs) 作为气传信号，不仅可以使植物在器官之间快速发出防御信号[4]，实现植物之间的通讯[5]，还可以响应生物和非生物胁迫而释放[6]。植物VOCs 可通过吸引寄生性昆虫和天敌的方式来抵御食草昆虫的攻击[7-8]，能够有效抑制多种植物病原菌的生长和增殖[9]，或直接诱导植物防御系统的启动来抵抗病原菌的入侵[10]。前人针对生物胁迫诱导释放的植物VOCs，主要从生物合成与调控、信号传递和生态功能等方面展开了讨论[5-6,8]。本文拟综述植物VOCs 在农业病害防控中的研究进展，包括其对病原微生物的直接抑制活性和植物免疫诱导活性，旨在为进一步挖掘植物VOCs 在可持续病害防控中的潜能，减少传统化学农药对食品和环境安全带来的风险提供参考。

1 植物VOCs 的生物合成

植物VOCs 由化学成分多样的有机化合物组成，通常具有沸点低、亲脂性、易挥发和分子质量低等特点[11-12]。截至2006 年，已经从被子植物和裸子植物的90 个不同科中鉴定出1 700 多种VOCs[13]。VOCs 的生物合成依赖于植物体初级代谢提供的碳、氮和硫元素[14]。根据VOCs 的生物合成来源，主要可分为萜类、苯类/苯丙烷类、脂肪酸衍生物和氨基酸衍生物等。以下分别按萜类VOCs、苯类和苯丙烷类VOCs、脂肪酸衍生物类VOCs、支链氨基酸衍生物类VOCs、乙烯 (ethylene,ET) 和一氧化氮的生物合成研究进展进行综述。

1.1 萜类VOCs 的生物合成

萜类化合物是植物体次生代谢物中数量最多的一类，含有许多挥发性成分。它们来源于两种常见的C5前体，分别为异戊烯焦磷酸 (isopentenyl pyrophosphate, IPP) 及其烯丙基异构体二甲烯丙基焦磷酸 (dimethylallyl pyrophosphate, DMAPP)[15]。在植物中，甲羟戊酸 (mevalonic acid, MVA) 和甲基赤藓糖磷酸 (methylerythritol phosphate, MEP) 两个途径负责萜类VOCs 的生物合成。其中，MVA途径产生挥发性倍半萜 (C15)，而MEP 途径则提供挥发性半萜 (C5) 和单萜 (C10) 的前体。MVA 途径有6 个酶促反应，而MEP 途径包括7 个酶促反应。IPP、DMAPP、牻牛儿基焦磷酸 (geranyl pyrophosphate, GPP) 和法尼焦磷酸 (farnesyl pyrophosphate, FPP) 通过连接代谢物促进MVA 和MEP 通路之间的串扰。

1.2 苯类和苯丙烷类VOCs 的合成

植物VOCs 的第二大类是苯类和苯丙烷类化合物[13]，它们来源于芳香族氨基酸苯丙氨酸。7 种莽草酸途径的酶促反应和3 种阿罗酸途径的酶促反应将碳代谢与苯丙氨酸连接起来[16-17]。莽草酸途径的直接前体磷酸烯醇式丙酮酸 (phosphoenolpyruvate, PEP) 和赤藓糖-4-磷酸 (erythrose 4-phosphate, E4P) 分别来自糖酵解和磷酸戊糖途径。大多数苯类/苯丙烷类化合物生物合成的第1 步是由苯丙氨酸解氨酶催化苯丙氨酸脱氨生成反式肉桂酸[14]。由反式肉桂酸生成苯类化合物需要通过β-氧化或非β-氧化途径缩短丙基侧链的两个碳。挥发性苯丙烯，如丁香酚和异丁香酚，其初始生物合成步骤与木质素生物合成途径有部分重合，需要两次酶促反应来消除C9位置的氧[14]。含氮或硫的VOCs 通过修饰氨基酸或其前体的裂解反应合成，如挥发性吲哚是由邻氨基苯甲酸产生的。水杨酸 (salicylic acid, SA) 在植物中通过两种途径合成：一种是通过反式肉桂酸获得，另一种是通过异分支酸 (isochorismate, IC) 获得。在甲基转移酶的催化下，一个甲基从供体分子S-腺苷甲硫氨酸 (S-adenosylmethionine, SAM) 转移到SA 的羧基上，从而合成了水杨酸甲酯 (methyl salicylate,MeSA)[18]。

1.3 脂肪酸衍生物类VOCs 的合成

1.4 支链氨基酸衍生物类VOCs 的合成

许多VOCs，尤其是那些在花香和水果香气中含量丰富的化合物，来源于氨基酸，如丙氨酸、缬氨酸、亮氨酸、异亮氨酸和甲硫氨酸，或其生物合成的中间体[13]。植物中这些氨基酸衍生物类挥发物的生物合成与在细菌或酵母中发现的方式相似[22-24]。在微生物中，氨基酸经过氨基转移酶催化的脱氨或转氨作用，形成相应的α-酮酸[25]。这些α-酮酸可以进一步脱羧，之后经还原、氧化和/或酯化形成醛、酸、醇和酯[14]。

1.5 乙烯和一氧化氮的合成

乙烯是一种结构简单的功能多样性气体植物激素，其生物合成路线见图1a。

图1 乙烯和一氧化氮的生物合成途径[26-27]Fig. 1 Biosynthetic pathways of ethylene and nitric oxide [26-27]

植物通过3 个关键酶促反应生成乙烯： 1)S-腺苷甲硫氨酸合成酶 (S-adenosylmethionine synthase) 催化甲硫氨酸生成SAM； 2) ACC 合成酶 (ACC synthase, ACS) 催化SAM 裂解为1-氨基环丙烷-1-羧酸 (1-aminocyclopropane-1-carboxylic acid, ACC) 和甲硫腺苷 (5′-methylthioadenosine,MTA)； 3) ACC 氧化酶 (ACC oxidase, ACO) 催化裂解ACC 释放乙烯[26]。一氧化氮在植物细胞内普遍存在并广泛参与抗病防御反应，其生物合成路线见图1b。植物中的一氧化氮主要来源于依赖精氨酸的氧化途径和依赖亚硝酸盐的还原途径。一氧化氮合酶 (nitric oxide synthase, NOS) 催化L-精氨酸生成瓜氨酸，并释放一氧化氮。硝酸还原酶(nitrate reductase, NR) 作为植物氮同化过程中的关键酶，先利用NADPH 作为电子供体催化硝酸盐生成亚硝酸盐，后继续催化亚硝酸盐还原成一氧化氮[27]。

2 植物VOCs 的收集及分析

VOCs 通常以混合物的形式在植物周围的空间中稀释，因此需要特殊的仪器和方法来收集，并以足够的分辨率和灵敏度对其进行分析[28]。VOCs在植物生命周期中的重要作用，以及随着研究者对这些代谢物在生物化学、生理学和生态学方面研究兴趣的增加，促进了顶空取样和分析方法的发展[29]。

2.1 植物VOCs 的收集方法

植物VOCs 的收集方法主要包括在吸附剂上进行静态或动态收集挥发物，热解吸或用溶剂解吸后进行色谱分离和质谱分析[30-31]。根据特定的试验目的，可以从一株完整的植物或其某个部分 (原位) 收集VOCs，也可以在密封容器中从分离的植物部分 (非原位) 收集[29]。在进行静态顶空取样时，容器内没有空气循环；而在进行动态顶空取样时，空气被不断地循环利用或从外部吸入[31]。溶剂解吸是近10 年来VOCs 研究中最常用的采样方法之一，其优势在于收集的液体样品可被长时间储存[30]。与溶剂解吸相比，热解吸可有效避免样品被稀释，解吸效率更高。热解吸还可以减少样品制备的时间和有机溶剂中的杂质对后续分析的干扰，但该方法对吸附材料和待检测VOCs 的热稳定性要求较高[31]。常用于静态采样的固相微萃取 (solid phase microextraction, SPME) 技术就是通过热解吸的方法释放吸附在纤维上附着的VOCs，一般只能对采集的样本进行一次性分析。相比之下，常用于动态采样的溶剂解吸可以通过气相色谱 (GC)、气相色谱-质谱 (GC-MS) 和气相色谱-触角电位检测 (GC-EAD) 对收集的样品进行多次分析[29]。

2.2 植物VOCs 的分析方法

对VOCs 进行定性和定量分析最常用的技术包括：1) 基于气相色谱的技术，如GC-MS、气相色谱-火焰离子化检测器 (GC with flame ionization detector, GC-FID) 和热解吸-气相色谱-质谱 (thermal desorption-GC-MS, TD-GC-MS)；2) 基于软电离的质谱技术，如选择离子流量管-质谱 (selected ion flow tube-MS, SIFT-MS) 和质子转移反应-质谱(proton transfer reaction-MS, PTR-MS)。气相色谱法是一种适用于植物VOCs 定性和定量分析的成熟技术。色谱柱是气相色谱仪的核心组件，主要分为填料色谱柱和毛细管色谱柱两种。利用气相色谱技术研究植物VOCs 的主要优点包括：1) 样品储存时间长；2) 灵敏度高；3) 特异性强；4) 仪器定制成本低；5) 便携性强。气相色谱仪的主要缺点是不能对样品进行实时分析。SIFT-MS 是一种利用H3O+、NO+和作为前体离子对VOCs进行化学电离的技术，其用于植物VOCs 研究的主要优点包括：1) 可实现VOCs 的实时测定；2) 可根据实验目的选择不同的前体离子；3) 可直接进行定量分析；4) 不需要用气体标准来进行校正。SIFT-MS 的主要缺点是难以鉴定异构体。PTRMS 是一种利用H3O+检测作为前体离子对VOCs进行电离的实时检测技术，其用于植物VOCs 研究的主要优点包括：1) 是灵敏度最高的VOCs 实时研究设备；2) 可搭配不同前体离子增强分析能力；3) 通过改变电极参数就可以提高仪器分析能力。PTR-MS 的主要缺点是需要被气体标准校正后才能用于定量分析[32]。

3 植物VOCs 的诱导释放

当植物受到胁迫时，VOCs 的释放量和种类会发生很大变化[33]。生物胁迫 (如食草动物和病原菌的侵袭) 和非生物胁迫 (如机械损伤和环境因素变化) 均可触发植物VOCs 的诱导释放[6]。植物监控系统可通过对特定信号的识别来检测这些胁迫，被检测到的信号通过转导可促进防御化合物的生成[34-36]，这些防御物质也包括各种植物VOCs。

Application of nonionic surfactants in leather industry 9 54

3.1 植物VOCs 对生物胁迫的响应

生物胁迫诱导的植物VOCs 主要由GLVs、萜类、MeJA、MeSA、甲醇和乙烯等物质组成。植物与食草动物之间的相互作用已经持续了数百万年。随着时间的推移，植物已经进化出防御食草动物攻击的机制[36]。昆虫取食植物后可诱导其释放VOCs，这在几种高等植物和蕨类等低等植物中已得到证实[37]。植物为响应昆虫取食会产生VOCs以吸引它们的敌人，如昆虫捕食者和寄生蜂[38]。此外，受食草动物损害的植物VOCs 的释放总量约为未受损植物释放总量的2.5 倍[39]。食草动物可以直接通过取食行为诱导植物释放VOCs，也可以通过机械损伤间接影响植物释放VOCs[32]。与机械损伤不同的是，食草动物对植物的攻击是两个不同生命系统之间的互作，非常复杂。利马豆Phaseolus lunatus和菜豆Phaseolus vulgaris对棉花叶虫Spodoptera littoralis的攻击与机械损伤的反应不同，但在机械损伤的基础上加入叶虫口腔分泌物后诱导释放的VOCs 更类似于叶虫攻击[40]。

病原菌侵染也可诱导植物产生VOCs，以抑制病菌的进一步入侵和扩散。2-己烯醛、2-壬烯醛、2-蒈烯、β-石竹烯、β-水芹烯、愈创木酚、MeSA、苯甲醇和丁香酚等多种由番茄产生的VOCs 对番茄灰霉病菌Botrytis cinerea具有较好的抑制作用，其中2-己烯醛和2-壬烯醛的抑制作用最强[41]。

3.2 植物VOCs 对非生物胁迫的响应

除了响应生物胁迫外，许多植物会在光照、温度变化或受到其他非生物胁迫 (如淹水或干旱)时释放VOCs。光照和温度可以通过调控化合物合成速率的方式来影响植物VOCs 的释放[42]。缺水会限制VOCs 的生物合成，而更严重的干旱则会减少其释放[43]。此外，用重金属处理一些植物会导致特定VOCs 混合物的释放[44]。大气中CO2浓度的升高在导致低层大气变暖的同时，也可能导致植物释放更多的VOCs[45-46]。

尽管臭氧对植物的毒性作用已得到充分证明，但臭氧对植物VOCs 释放的影响却很少受到关注。长期暴露于臭氧中的两个杂交白杨无性系(Populus tremulaL. ×P. tremuloidesMichx.) 能够释放更多的α-蒎烯和β-蒎烯[47]。有研究表明，将利马豆暴露于臭氧中增加了两个萜烯同系物反-4,8-二甲基-1,3,7-壬三烯和反,反-4,8,12-三甲基-1,3,7,11-十三碳四烯的释放，这与红蜘蛛Tetranychus urticae取食利马豆诱导释放的萜烯种类一致[48]。

4 植物VOCs 对病原微生物的活性

植物在生长发育过程中会面临各种病原物的侵染，因此，植物进化出了VOCs 来保护自身免受有害细菌、真菌和线虫等的侵害[11-12]。多数VOCs 可同时抑制多种病原微生物，具有开发成商业化杀菌剂的潜能，引起了众多研究者的关注。

4.1 植物VOCs 的抗细菌活性

丁香假单胞菌Pseudomonas syringae接种能够诱导菜豆释放两种典型的抑菌GLVs，反-2-己烯醛和顺-3-己烯醇[49]。这些植物VOCs 对革兰氏阳性菌和革兰氏阴性菌的生长均具有抑制作用[11]。采用GC 和GC-MS 法对小茴香Foeniculum vulgare和海茴香Crithmum maritimum的挥发性精油进行分析，发现这两种植物的精油对植物病原细菌、动物病原细菌、土壤和水中寄生的细菌均存在抑制作用[50]。从牛至属Origanumsp.植物中提取的精油还可对分离自战斗伤员身上的多重耐药细菌，包括鲍曼不动杆菌Acinetobacter baumannii、铜绿假单胞菌P. aeruginosa和金黄色葡萄球菌Staphylococcus aureus，具有明显的抑制效果[51]。对耐多药微生物良好的拮抗活性使植物VOCs 具有用于抗生素抗性治理的潜力。

4.2 植物VOCs 的抗真菌活性

采后病害引起的腐烂会破坏果蔬品质并导致产量损失，而对环境和人类健康的迫切关注要求研究人员开发出可替代传统化学杀菌剂的方法来控制采后病害[9]。人们对植物VOCs 预防果蔬病原真菌感染方面的认识在不断增加。由匍枝根霉Rhizopus stolonifer引起的腐烂病是一种严重的杏Prunus armeniacaL. 采后病害，而果实成熟过程中释放的乙醛可以抑制该菌的菌丝生长和孢子萌发，且用乙醛熏蒸后的果实腐烂发病率降低了30%[52]。乙醇作为直链醇中毒性最小的一种VOC，用其2 mL/kg 进行熏蒸处理，可以有效地阻止鲜食葡萄上由灰霉病菌引起的腐烂扩散[9,53]。精油是由萜烯、醇、酯、醛、酚等化合物形成的混合物。从3 种香薄荷属Saturejasp. 植物中提取的精油对多种草莓采后真菌病害均具有防治效果[54]。异硫氰酸酯 (isothiocyanates, ITCs) 是一类由硫代葡萄糖苷酶解而来的生物活性化合物，一些ITCs 具有高挥发性，如烯丙基、丁烯基、苄基、2-苯乙基和4-甲硫丁基-ITC[55]。因此，可在贮存前或气调包装中用作果蔬保鲜处理的气体，以抑制真菌引起的食物变质。

粮食收获后容易受到真菌侵染而导致变质，植物VOCs 可用于防控储粮病害[56]。唇香草Ziziphora clinopodioides精油可以在离体条件下抑制黄曲霉Aspergillus flavus和寄生曲霉Aspergillus parasiticus的生长，并限制黄曲霉素B1 的产生 (Aflatoxin B1,AFB1)[57]。反-2-己烯醛对黄曲霉、禾谷镰刀菌Fusarium graminearum和黑曲霉Aspergillus niger等常见储粮病原真菌的完全抑制浓度分别为5、10和10 μL/L，已被推荐用于商品粮的生物熏蒸[56]。

4.3 植物VOCs 的抗线虫活性

植物寄生线虫是限制作物生长的主要因素之一[58]，而土壤熏蒸仍然是控制土传病原物的重要手段。近年来，关于植物VOCs 作为生物熏蒸剂的研究越来越多，这些VOCs 可用于控制包括线虫在内的多种土传病原物[12]。

十字花科 (Brassicaceae)、山柑科 (Capparaceae)和番木瓜科 (Caricaceae) 的多种植物均能产生硫代葡萄糖苷，其在生物降解过程中释放出的ITCs 具有杀线虫活性[12,59]。花椰菜VOCs 中的二甲二硫醚和3-戊醇能够降低南方根结线虫Meloidogyne incognita在离体条件下的移动性及其在番茄体内的虫瘿和产卵[60]。脱毒蓖麻饼释放的苯酚、4-甲酚、γ-癸内酯和甲基吲哚可抑制南方根结线虫的卵孵化和移动性，并导致其2 龄幼虫死亡。此外，暴露于这些VOCs 的南方根结线虫2 龄幼虫对番茄的侵染性和繁殖能力也会下降[61]。

5 植物VOCs 诱导的植物免疫

两种挥发性植物防御激素类似物MeSA 和MeJA，可以在远离植物初始侵染位点的部位诱导植物产生系统性防御反应。与不施用和单次施用相比，多次施用MeSA 在本氏烟幼苗中诱导的对丁香假单胞菌和胡萝卜软腐果胶杆菌Pectobacterium carotovorum的免疫反应更强[62]。MeJA 被施用后也能诱导植物表现出类似的防御诱导模式[63-64]。如果空间距离足够近，挥发性信号也可以在植物之间进行传播[63,65]。例如，感染烟草花叶病毒 (tobacco mosaic virus, TMV) 的烟草植株会释放出MeSA，以减轻邻近植株的病毒感染症状[66]。

除了MeSA 和MeJA 外，其他VOCs 也可以在植物器官或邻近植物中诱导产生系统获得性抗性(systemic acquired resistance, SAR)。吲哚是一种从受到虫害或机械损伤的植物中释放出来的VOC，可诱导植物产生对食草动物的防御反应。用吲哚处理后的玉米和水稻植株，分别表现出对死体营养型病原菌禾谷镰刀菌、串珠镰刀菌F. moniliforme和稻瘟病菌Magnaporthe oryzae的免疫反应。吲哚通过诱导H2O2积累，激活丝裂原活化蛋白激酶(mitogen-activated protein kinase, MAPK) 信号通路并提高防御基因表达的方法来启动植物的免疫反应[67]。拟南芥顶空暴露于双环单萜α-蒎烯和β-蒎烯的混合物中，能诱导SA 介导的SAR 产生，具体表现为活性氧 (reactive oxygen species, ROS) 的积累增加，SA 和SAR 相关基因的表达上调[68]。菜豆抗病品种释放的VOCs 可以赋予感病品种对炭疽病菌Colletotrichum lindemuthianum的抗性[69]。

GLVs 是食草动物攻击过程中植物内和植物间通讯的有效信号[65]，这些VOCs 也可以被植物用来激活自身或邻近植物的免疫系统。反-2-己烯醛和顺-3-己烯醛等C6醛可有效诱导拟南芥对灰霉病菌的抗性[70-71]。苯并噻二唑 (benzothiadiazole,BTH) 诱导释放的C9醛 (壬醛) 被邻近利马豆植株感知后，可增强其对丁香假单胞菌的抗性[72]。顺-3-己醇酯也可在多种作物中诱导由气孔闭合介导的对细菌侵染的抗性[73]。

6 反-2-己烯醛的作用机理

鉴于植物VOCs 的广谱性、复杂性和结构多样性，阐明它们对微生物中特定靶标的作用模式仍然是一个巨大的挑战。本文以GLVs 的代表化合物反-2-己烯醛为例，从理化性质及生物合成等方面出发，系统总结其在植物病害防控中的重要作用。

6.1 反-2-己烯醛的理化性质和生物合成

反-2-己烯醛 (C6H10O) 为无色油状液体，又称青叶醛，可溶于乙醇等有机溶剂，不溶于水。其在稀释前具有强烈刺鼻的气味，稀释后具有令人愉悦的水果和绿叶清香味[74]。密度比水小 (0.849 g/mL, 25 ℃)，需在0～6 ℃下储存。

植物受到生物或非生物胁迫时，磷脂酶催化细胞膜上的半乳糖脂裂解生成α-亚麻酸 (α-linolenic acid, ALA)；13-脂氧合酶 (13-lipoxygenase, 13-LOX) 催化ALA 发生加氧反应生成13(S)-亚麻酸氢过氧化物；来自JA 途径的氢过氧化物裂解酶(hydroperoxide lyase, HPL) 催化13(S)-亚麻酸氢过氧化物裂解产生顺-3-己烯醛；顺-3-己烯醛很不稳定，极易被异构酶催化生成反-2-己烯醛(图2)[14]。

图2 反-2-己烯醛的生物合成途径[14]Fig. 2 Biosynthetic pathway of trans-2-hexenal[14]

6.2 反-2-己烯醛的抑菌活性及作用机理

反-2-己烯醛对病原细菌、真菌和卵菌均表现出良好的抑制效果。有研究表明：中越石韦Pyrrosia tonkinensis释放的反-2-己烯醛对所测定的革兰氏阳性细菌和阴性细菌均具有良好的抑制活性[75]；反-2-己烯醛对储粮病原真菌黄曲霉、黑曲霉和禾谷镰刀菌的生长均有抑制作用[56]；在测定的9 种VOCs 中，反-2-己烯醛对病原卵菌辣椒疫霉菌Phytophthora capsici和瓜果腐霉菌Pythium aphanidermatum的抑制效果最好[76]。

目前，尚未见反-2-己烯醛的毒性分子靶标被鉴定出来，对其抑制微生物作用机理的认识仅限于其影响细胞结构和功能，可能包括以下几点：1) 破坏细胞膜。反-2-己烯醛含有一个α,β不饱和羰基，作为一种亲电试剂，可以与蛋白质中的巯基发生迈克尔加成反应 (Michael-addition reaction)形成加合物，诱导ROS 的积累并最终导致脂质过氧化反应 (lipid peroxidation, LPO)[77]。2) 破坏细胞壁。用反-2-己烯醛处理后的柑橘酸腐病菌菌丝体染色荧光减弱，表明细胞壁的完整性被破坏[78]。3) 诱导细胞凋亡。通过磷脂结合蛋白 (annexin V)和碘化丙啶 (propidium iodide, PI) 双重染色显示，反-2-己烯醛处理能够诱导黄曲霉细胞的早期凋亡[79]。4) 影响物质合成。亚致死剂量的反-2-己烯醛可干扰黄曲霉孢子萌发初期的丙酮酸代谢，降低胞内可溶性蛋白含量[79]。5) 干扰能量代谢。反-2-己烯醛在最小抑制浓度 (minimum inhibitory concentration, MIC) 下可显著抑制黄曲霉线粒体脱氢酶 (mitochondrial dehydrogenase) 的活性[79]。

6.3 反-2-己烯醛的抗性诱导活性及作用机理

除了直接抑制病原菌生长外，反-2-己烯醛还可以诱导植物产生对病原菌的抗性，比如经外源反-2-己烯醛处理可以诱导番茄果实和黄瓜幼苗产生对灰霉病菌的抗性[80-81]；反-2-己烯醛熏蒸处理可以延缓柑橘叶片因接种链格孢菌Alternaria alternata引起的坏死性斑点形成[82]。其抗性诱导机理可能包括以下几点：1) 诱导抗病基因的表达。反-2-己烯醛处理能够诱导黄瓜上调PR-3基因的表达量4.65 倍[81]。2) 提高防御相关酶的活性。反-2-己烯醛处理黄瓜24 h 后，其过氧化物酶 (peroxidase oxidase, POD)、苯丙氨酸解氨酶 (phenylalaninammonialyase, PAL)、多酚氧化酶 (polyphenol oxidase,PPO) 及LOX 的活性不断升高，至36 h 时达到最强[81]。3) 诱导抗菌物质的积累。经反-2-己烯醛处理后，植物体内的酚类化合物和木质素积累显著增多[80-81]。4) 启动抗病相关信号通路。反-2-己烯醛处理番茄幼苗后，植株体内ET 和JA 信号通路基因ETR3、ETR4和LOX的表达显著上调，表明反-2-己烯醛可能启动了依赖于ET/JA 的抗病信号通路[80]。

7 植物VOCs 在田间应用的局限性

尽管许多室内试验结果已充分证明了植物VOCs在抑制病原菌和增强植物抗病性等方面的有效性，但有关其在田间病害防控中的成功案例少之又少。分析主要有以下3 点原因：

1) 植物VOCs 的开发和管理成本高昂。多年来，人们一直在研究和推广可以替代合成农药的生物农药，但由于成本居高不下和防效不够稳定等原因使生物农药通常被划分为小众产品[83]。人们可以从植物中提取纯化获得VOCs，也可以通过化学合成的方法制备，而大规模的田间应用需要开发出低成本、标准化的制备方法。以VOCs 作为主要成分的产品想要充分发挥杀菌剂作用，通常需要特殊的储存设备[84]。常规杀菌剂一般为固体或液体，常温储存即可，而植物VOCs 易受到环境因素的影响[11]，常需要低温、避光密封保存来保持其生物活性。

2) 植物VOCs 的田间应用可能会带来副作用。植物VOCs 的未知作用靶点较多，除了良好的植物保护活性外，田间使用还可能会引起意料之外的结果，如由受伤烟草叶片释放的甲醇可以增强邻近非受伤植株对青枯病菌Ralstonia solanacearum的防御能力，但也因为促进了烟草细胞胞间连丝的门控能力而导致TMV 的侵染增强[85]。以20 μL/L的反-2-己烯醛进行熏蒸，虽然可阻止核果褐腐病菌Monilinia laxa在李子上引发腐烂病，但该浓度下的反-2-己烯醛对杏、毛桃和油桃等水果也会造成一定程度的药害，并对其本身的香气产生影响[86]。植物受病原菌或害虫侵染后释放的乙酸叶醇酯可以增强小麦对禾谷镰刀菌的抗性，而植物抗性提高的同时反过来会促进病原菌产生更多的脱氧雪腐镰刀菌烯醇 (DON) 毒素来实现侵染[10]。

3) 植物VOCs 的传播距离和田间保护效果受到空气中其他成分的影响。污染物 (特别是臭氧、氮氧化物和羟基自由基)会与大气中的VOCs 发生反应导致VOCs 分解，从而失去特异性，降低了它们在田间的传播距离和对作物的总体保护范围[87-88]。人们对不同VOCs 之间以及VOCs 与空气中的其他组分是否会发生反应并影响最终的防控效果知之甚少。

8 展望

植物VOCs 可以抑制多种病原微生物的生长或诱导植物抗病反应的发生，具有开发成商业化杀菌剂和免疫诱抗剂的潜能。目前，已经有很多研究报道了植物VOCs 的抑菌和抗性诱导活性。毫无疑问，这些工作对植物VOCs 在农业病害防控中的应用提供了极大的参考价值。但是，距离植物VOCs 投入市场，对现有的杀菌剂和免疫诱抗剂进行一个有益的补充还有一段很长的路要走。后续针对植物VOCs 在农业可持续生产中的开发应用，还有以下几个问题需要进一步明确：

1) 植物VOCs 的抑菌和抗性诱导机理有待于深入研究。昆虫通过气味结合蛋白 (odorant binding proteins, OBPs) 在分子水平上特异性地识别和结合植物VOCs[89]。恶臭假单胞菌P. putida释放的VOC通过与秀丽隐杆线虫Caenorhabditis elegans的靶标蛋白结合发挥作用[90]。植物VOCs 在病原微生物细胞中的毒性分子靶标以及它们在植物中的受体至今尚不清楚[84,91]，今后的研究中应该综合使用药剂毒理学、显微观察学、分子生物学、生物信息学和遗传学等多种手段加快植物VOCs 的作用机理探究。植物VOCs 对病原菌的抑制作用具有明显的浓度依赖性[56]，其使用浓度与抗性诱导效果和植物受体之间的关系也应该是今后研究的一个重点方向。

2) 降低气象条件和环境因子对植物VOCs 应用效果的影响。对植物VOCs 防病效果的评价试验目前主要是在室内可控条件下展开，效果比较稳定，而气温、气压、风速和湿度等气象条件对其大田应用效果的具体影响尚不明确。植物VOCs的易挥发性使其很容易随着蒸发消散，并被光、热或空气中的某些成分降解[11]。在开放环境、无外部保护条件下，植物VOCs 的实际应用效果得不到保障。对该类化合物进行纳米粒子包埋是克服其物理局限性，促进可控释放和提高生物利用度的策略之一[11]，值得进一步研究。

3) 关注植物VOCs 的环境安全性和相容性。目前，关于植物VOCs 的研究主要聚焦于对其生物活性的测定以及作用机理的探究。自然条件下，植物受生物胁迫和非生物胁迫诱导释放的VOCs 浓度较低，而大规模的商业化应用势必会提高特定施药环境中的VOCs 浓度。尽管很多植物VOCs 被认为对人类的毒性很低，并允许在食品中添加它们[9]，但大剂量施用条件下植物VOCs 对环境非靶标生物的毒性以及空气和水环境的污染，未见充分研究。