Pparγ调控鱼类脂质代谢作用机制的研究进展

谢帝芝 宋尚书 陈 芳 李远友 徐 超

(华南农业大学海洋学院, 广州 510000)

组织脂肪沉积是脂肪合成、转运吸收、分解供能的综合结果。大量研究表明, 过氧化物酶体增殖物激活受体(Peroxisome proliferator activated receptors, PPARs)在调控体内脂质代谢和脂肪细胞分化, 以及维持游离脂肪酸稳态等多方面起到重要作用, 被认为是脂肪代谢感受器。PPARs包括PPARα、PPARβ (也称为PPARδ)和PPARγ三个成员。PPARα通过控制脂肪酸转运与脂肪酸氧化(FAO)以调节鱼类摄食行为; PPARβ能增加机体脂质和葡萄糖代谢;PPARγ参与脂质消化、吸收、转运和再酯化等脂质代谢过程中的调控, 且在脂肪细胞分化、细胞脂滴形成和分解等方面也起着重要作用[4]。由此可见, 厘清PPARs在机体脂代谢方面的调控机制, 可为解析鱼类脂质代谢紊乱和脂肪蓄积异常的原因奠定基础。为此, 本文重点综述了PPARγ在鱼类脂代谢的调控作用, 及其影响因素, 以期为推动鱼类的健康养殖提供参考。

1 PPARγ及其功能作用

PPARγ是核激素受体超家族的成员和配体激活的转录因子[5,6], 其蛋白可分为4个功能域: (1)非配体依赖性N端(A和B区域), 磷酸化调控区域, 可通过磷酸化PPARγ调节靶基因转录; (2)DNA结合区域(C区和DBD区域), 该区域包括两个锌指结构,与视黄醇受体α结合后, 识别并结合目的基因启动子PPRE结合位点; (3)功能区域(D区), 为PPARγ配体结合区域, 是连接配体和DNA结合区域的桥梁;(4)与配体结合的LEB 区域, 位于PPARs 的羧基端,为配体结合部位。与配体结合后, 激活的PPARγ与RXR形成二聚体, 定位到靶基因启动子区的过氧化物体反应原件(PPRE)上, 从而调控靶基因的表达[7]。在这样特殊功能域的支持下, PPARγ便成为机体的“营养传感器”, 具有调节脂肪代谢的能力[8—10]。

如前面所述, 在养殖生产中, 饲料脂肪酸的不均衡易导致鱼类脂代谢紊乱, 组织脂肪过度蓄积等疾病[11]。因此, 弄清PPARγ在鱼类脂代谢的调控机制及其影响因素, 对防治养殖鱼类脂代谢紊乱以及脂质过度蓄积具有重要启示作用。目前, PPARγ基因序列及组织表达特性已在十余种鱼类中报道[12—28]。例如, You等[12]在黄斑蓝子鱼(Siganus canaliculatus)体内克隆到pparγ基因cDNA, 可编码519个氨基酸(AA), 其在肠道和鳃中高度表达。Zheng等[13]发现黄颡鱼(Tachysurus fulvidraco)pparγ在肌肉、肝脏和脂肪表达较高; 分析尼罗罗非鱼(Oreochromis niloticus)pparγ基 因组 织表 达 特 性, 发 现其 在肝脏、肠道和肾脏中表达较高[14]。分析不同鱼类pparγ基因组织表达特性发现(表1),pparγ主要表达于肝脏、脂肪和肠等脂代谢活跃组织, 也暗示着Pparγ在鱼类脂代谢过程中起着重要调控作用。

2 PPARγ对鱼类脂质代谢的调控

鱼类的脂质代谢过程与哺乳动物相似(图1)。首先, 饲料脂肪在消化道中被胆盐胶束溶解或乳化,经脂肪酶消化分解成脂肪酸, 甘油或甘油一酯、甘油二酯、溶血磷脂, 而后, 上述分子由主动运输(短链脂肪酸, 甘油)或被动运输(中长链脂肪酸、甘油一酯、甘油二酯和溶血磷脂)方式进入肠上皮细胞;在肠上皮细胞内质网上, 将吸收的脂类重新酯化合成乳糜微粒(CM), 并通过淋巴系统经肝门静脉进入血液循环。CM中的甘油三酯(TAG)可被血管内壁中的脂蛋白脂酶(LPL)分解为脂肪酸, 而后被肝脏、肌肉、脂肪组织等外周组织吸收利用, 形成的CM残体被肝脏摄取。在肝细胞中, 脂肪酸、甘油和载脂蛋白等再酯化合成脂肪, 经极低密度脂蛋白(VLDL)转运至机体其他组织贮存或利用。此外,当能量过剩时, 糖代谢所产生的乙酰辅酶A, 在乙酰辅酶A羧化酶(ACC)和脂肪酸合成酶(FAS)等系列酶的作用下, 可从头合成棕榈酸。

2.1 参与脂质吸收与转运代谢的调控

如图1所示, 作为水解CM和VLDL等脂质载体核心中TAG的限速酶, LPL在脂质代谢和转运过程中起着重要作用。研究表明, PPARγ同样可促进LPL的转录, 以达到促进脂肪细胞生脂的目的[29]。作为PPARγ的高亲和力激动剂配体, 噻唑烷二酮(TZD)激活Pparγ的表达, 诱导Lpl分解脂肪, 促使游离脂肪酸(FFA)生成增加, 并进入成熟脂肪细胞[30]。采用高脂饲料(11%—15%)养殖团头鲂(Megalobrama amblycephala) 8周后, 其肝脏pparγ和lpl基因表达水平较低脂饲料组(5%—6%)显著提升[31]。用含1.5%共轭亚油酸(CLA)和2% CLA的饲料饲喂草鱼65d后, 其前肠的pparγ、lplmRNA表达水平较对照组(0%共轭亚油酸)显著升高[32]。

在脂质跨膜转运方面, 细胞质膜上存在脂肪酸转位酶(CD36)、脂肪酸转运蛋白(FATP)和脂肪酸结合蛋白(FABPpm)协同作用, 促进长链脂肪酸的摄取。而该转运吸收过程中, PPARγ可激活FATP和CD36等膜蛋白的表达, 增强游离脂肪酸的捕获和摄取, 增加细胞内脂肪酸的含量[30,33—36]。Hao等[37]发现Pparγ可以显著上调大黄鱼(Larimichthys crocea)原代肝细胞cd36的启动子活性。在高温胁迫下, 大菱鲆(Scophthalmus maximus)肾细胞的pparγ表达水平被明显抑制,fatp1和cd36的表达水平明显下降, 采用GW9662 (PPARγ拮抗剂)抑制大菱鲆肾细胞Pparγ活性, 发现pparγ、fatp1和cd36的mRNA表达水平都明显下降[38]。在短期饥饿后, 银鲳(Pampus argenteus)幼鱼肌肉pparγmRNA及其蛋白表达水平显著升高, Cd36和Fabppm蛋白表达也明显增加, 肝脏Fatp1、Fabppm和Lpl的蛋白表达也明显增加[39];Li等[40]采用1.24% n-3 HUFA饲料饲喂卵形鲳鲹(Trachinotus ovatus)后, 其肌肉pparγ基因表达显著上调,cd36、fasmRNA水平也显著提升。这些研究暗示pparγ可能参与鱼体脂肪酸吸收和转运代谢过程。哺乳类相关研究也表明, PPARγ调控CD36表达的过程, 可被氧化低密度脂蛋白(oxLDL)中的9,13羟基十八碳二烯酸激活, 进而增加oxLDL的摄取,从而调控脂肪酸吸收转运过程[41,42]。

在脂质胞内转运方面,作为细胞内脂肪酸载体蛋白, 胞质脂肪酸结合蛋白(FABPs)在长链脂肪酸的转运及代谢调节中发挥重要作用。哺乳类研究发现,FABPs对长链不饱和脂肪酸的亲和性很高。其中FABP2携带脂肪酸至内质网、线粒体等细胞器, 有利于脂肪合成与脂肪酸β-氧化; FABP1更倾向将脂肪酸携带至线粒体, 促进其β-氧化[43]; 由脂肪细胞和巨噬细胞分泌的脂肪型脂肪酸结合蛋白(Adipose-FABP, FABP4)也被证明主要与脂质代谢有关, 既在某些脂质代谢疾病的情况下FABP4的功能会受到影响, 而PPARγ可通过激活FABP4的表达来调节FA在胞内各细胞器之间的传递。例如,pparγ能与维甲酸X受体α (RXRα)协同调节罗非鱼Fabp4的表达[19]。激活卵形鲳鲹肝细胞pparγ的表达, 其fabp4mRNA和DHA含量显著提升, 而抑制pparγ基因的表达, 其fabp4mRNA和DHA含量显著下降[44]。高脂饲料可激活三倍体虹鳟pparγ的表达, 进一步提高虹鳟肝脏fabp4的表达[45]。上述研究提示, PPARγ可能通过调控lpl、cd36、fatp、fabppm和fabp等基因的表达, 进而促进鱼类脂肪和脂肪酸的吸收和转运等代谢过程。

2.2 参与脂质合成代谢的调控

对脂肪酸合成代谢的调控在脂肪酸合成酶系的作用下, 乙酰CoA可从头合成长链脂肪酸,该过程中PPARγ也起到重要作用。斑马鱼相关研究发现, 肌肉组织中过表达wnt10b基因, 可显著促进pparγmRNA的表达, 进而下调fas、acc和acl等基因的表达, 以及降低游离脂肪酸、甘油三酯含量[46];与野生型斑马鱼相比, 摄食正常脂肪饲料的pparγ-/-基因敲除型斑马鱼的生脂基因(srebp-1c、fas、acc和dgat2)明显上调; 而摄食高脂饲料基因敲除型斑马鱼(pparγ-/-)的生脂基因(srebp-1c和dgat2)明显下调[47]。相似的是, Pparγ-/-小鼠的脂肪生成(Scd1、Srebp-1c和Acc)相关基因表达下降[48]。上述研究表明, PPARγ参与机体脂肪酸合成代谢的调控。

子系统包括CPU子系统和FPGA子系统，其中CPU子系统包括处理器、人机交互、进行工作状态检测输出的看门狗和电源部分等；FPGA子系统包括FPGA部分、报警部分、人机交互和电源部分等。

同其他脊椎动物一样, 鱼类缺乏Δ12和Δ15去饱和酶(Δ12Fad和Δ15Fad), 无法从头合成C18多不饱和脂肪酸(PUFA)——亚油酸LA和亚麻酸ALA, 需从食物中获取。在淡水鱼、部分海水鱼, 以及洄游性鱼类中, LA和ALA在一系列脂肪酰基去饱和酶(Fads)和脂肪酸碳链延长酶(Elovl)的作用下合成长链多不饱和脂肪酸(LC-PUFA), 而该过程受Pparγ的调控[16,49,50]。You等[16]敲低黄斑蓝子鱼肝 细 胞pparγ基因表达后，促进ALA和LA转化为18:4n-3和18:3n-6, 而过表达pparγ基因则降低ALA和LA的转化, 且20:4n-6 (ARA)、20:5n-3 (EPA)和22:6n-3(DHA)等LC-PUFA水平显著降低，这说明Pparγ可通过下调Δ6Δ5 Fads2酶活性, 从而抑制黄斑蓝子鱼LC-PUFA的生物合成[49]。不同的是, Cui等[50]发现,Pparγ可以正向调节泥鳅(Misgurnus anguillicaudatus)fads2、elovl5等LC-PUFA合成代谢相关基因的表达。这些研究表明Pparγ可参与鱼类LC-PUFA合成代谢的调控, 影响养殖鱼类脂肪酸营养品质。

对甘油三酯和磷脂合成代谢的调控脂质的合成一般在内质网上完成, 其主要步骤如下: 进入细胞的脂肪酸, 在脂酰辅酶A合成酶(ACS)的作用下, 活化成为脂酰辅酶A (Acyl-CoA); 而后, 在甘油-3-磷酸脂酰转移酶(GPAT)、酰基甘油-3-磷酸脂酰转移酶(AGPAT) 和磷脂酸磷脂酶(PAP)的作用下, Acyl-CoA与甘油-3-磷酸(G-3-P)生成甘油二酯(DAG), DAG通过二脂酰甘油酰基转移酶(DGAT)的酰化作用，最终生成TAG[32], 在脂质合成代谢过程中, PPARγ具有重要的调控作用。PPARγ可激活GK和磷酸烯醇式丙酮酸羧激酶(PEPCK)的表达,促进G-3-P和脂质的生成[3]。Virtue等[51]敲除小鼠脂肪组织中Pparγ2基因, 导致其脂代谢紊乱, 脂质蓄积减少。尽管Pparγ在肝细胞的表达量相对较低, 但肝脏甘油三酯的积累与Pparγ的表达显著相关, 这表明Pparγ能促进脂肪的生成[52]。敲除小鼠脂肪组织中Pparγ1和Pparγ2基因, 皆会导致其无法合成脂肪, 这揭示了PPARγ在脂肪生成途径中的重要性[53—55]。饲喂高脂饲料的斑马鱼, 灌服3β, 7β, 25-三羟基葫芦 巴-5, 23-二 烯-19-醛(TCD)提 取 物 后, 其 肝 脏pparγ基因表达水平下调, 血液总脂和总胆固醇含量也显著降低[56]; 纳米Zn可通过上调黄颡鱼肠pparγ基因及其蛋白的表达, 促进肠脂肪的生成和积累[57]。高表达水平的pparγ基因有利于洞穴鱼—墨西哥脂鲤(Astyanax mexicanus)肝脂肪生成和体内脂肪沉积, 以适应营养有限的环境[58]。上述研究说明Pparγ能通过调控甘油三酯和磷脂的合成, 影响机体的血脂代谢, 以及鱼体对环境的适应。

2.3 对脂滴合成与分解的调控

脂滴(LD)是一种复杂的动态的细胞器[59], 其中性脂质的核心被磷脂单分子层包裹, 磷脂单分子层上存在许多特定蛋白, 其中尤为特别的是周脂素(PLIN),其表达量可决定LD的丰富性[60,61]。哺乳类研究发现, 激活PPARγ可提升脂肪细胞和肝细胞Plin基因的表达水平[62,63]。在小鼠支持细胞(SC)中发现, 激活Pparγ不仅可促进Plin1、Plin2和Plin3mRNA的表达, 而且可显著上调甘油-3磷酸酰基转移酶(Gpat)和二酰基甘油酰基转移酶(Dgat)的表达水平, 进而促进TAG合成与LD形成[35,64—68]。此外, 高脂饮食诱导脂肪肝的形成过程中，也与Pparγ调控Plin2基因表达有关[63]。研究表明, 天然降脂化合物—phorbaketal A促进了Pparγ与其抑制剂TAZ的相互作用, 导致Pparγ靶基因表达下降, 进而抑制脂滴的生成和脂肪生成相关基因的表达[69]。

目前, 脂滴水解和自噬被公认为哺乳动物细胞内分解脂滴的两条主要途径[70]。前者通过甘油三酯脂肪酶(Atgl)-激素敏感脂肪酶(Hsl)-单酰甘油脂肪酶(Mgl)级联反应降解甘油三酯。后者则是一个更为复杂的生物学过程: 脂滴先被双层囊泡膜包裹形成自噬体, 随后与溶酶体融合形成自噬溶酶体,最后溶酶体中的酸性脂肪酶将脂滴分解为甘油和游离脂肪酸。近期研究发现, Ampk/Pparγ/NF-κB轴介导了镉诱导猪肝细胞凋亡和自噬[71]。LA可通过Ampk信号通路激活大黄鱼(Larimichthys crocea)自噬[72], 而LA激活自噬过程中是否存在Pparγ的介导, 尚不清楚。综上, Pparγ既可促进脂滴形成, 又可通过自噬诱导脂滴水解, Pparγ是如何维持脂滴动态平衡，有待进一步研究。

2.4 参与控制体内游离脂肪酸稳态

哺乳类研究表明, 脂质代谢异常易导致机体发生肝脏脂肪变性, 慢性胰岛素抵抗和脂肪变性肝炎等多种病变。孤核受体(ONRs)通过调控一个高度动态转录网络来控制肝脏代谢, 该网络包括PPARγ、法尼醇X受体(FXR)和肝脏X受体(LXR)等转录因子。采用高脂肪日粮(HFD)投喂视黄醇受体相关孤核受体α(RORα, ONRs成员之一)缺失的小鼠，易患肝脂变性。整体转录组分析显示, RORα的缺失导致PPARγ信号转导失调，进而无法维持肝脏糖脂代谢稳态, 而激活PPARγ后，即可恢复HFD喂养的该缺陷型小鼠的脂质代谢稳态[73]。在巨噬细胞中发现，激活PPARγ可通过抑制Fatp1基因的表达，改善油酸(OA)诱导的总游离脂肪酸和总胆固醇的积累, 以维持体内游离脂肪酸稳态[74]。在鱼类中,Pparγ如何维持体内的游离脂肪酸稳态, 尚不清楚。

2.5 参与脂肪细胞分化的调控

哺乳类研究表明, 遗传和营养等因素通过Wnt/β-catenin、Shh和Bmps等信号通路调控骨骼肌内多潜能细胞的成脂分化[75](图2)。在Wnt/β-catenin信号途径中, β-catenin可抑制CCAAT增强子结合蛋白α(C/EBPα)和Pparγ的表达, 从而抑制脂肪细胞分化,调控脂肪形成; Shh信号途径是通过促进GATA2的表达, 从而抑制C/EBPα和Pparγ的表达, 降低脂肪合成; 或通过诱导鸡卵蛋白上游启动转录因子(COUPTFⅡ)表达, COUP-TFⅡ可与C/EBPα和Pparγ前体结合, 从而抑制转录因子的表达和脂肪的生成。Bmps信号途径: 活化的Bmp受体可以促使Shn, Smadl/4和C/EBPα形成复合物激活Pparγ表达, 促进脂肪细胞分化。由此可见, 上述三条信号途径都可通过调控Pparγ的表达, 以控制脂肪细胞分化。Teboul等[76]在培养基中添加PPARγ配体、噻唑烷二酮或脂肪酸可诱导肌细胞转分化为脂肪细胞。在鱼类中, 营养因素是否通过Wnt/β-catenin-、Shh-和Bmps-Pparγ信号通路调控肌肉组织中脂肪细胞分化, 尚不清楚。

图2 脂肪细胞分化调控信号途径Fig.2 Signaling pathways regulating adipocyte differentiation

3 影响PPARγ表达的因素

3.1 营养因素

脂肪和脂肪酸Li等[77]发现在饲料中添加高水平的磷脂(6%)可显著提高团头鲂仔鱼肝脏pparγ基因的表达; Lu等[31]发现用高脂饲料(15%)饲喂团头鲂幼鱼8周后, 其肝脏pparγ的表达较对照组显著提升; Wang等[78]用高脂饮食(HFD)喂食大黄鱼9周, 发现其肝脏pparγ的表达较对照组显著提升,而肝脏中SFA高脂肪组中都显著降低; Li等[40]用6种不同n-3 LC-PUFA水平饲料(D1—D6分别含有2.30%、0.64%、1.00%、1.24%、1.73%和2.10% n-3 LC-PUFA)投喂卵形鲳鲹, 发现D4组鱼肌肉pparγmRNA表达水平较D1、D2组显著提升; 相比鱼油饲料组，亚麻油饲料组大黄鱼肝脏组织pparγ基因表达显著提升[79]; 采用60%荠菜油(CSO)替代鱼油养殖金头鲷(Sparus aurata)幼鱼90d后, 其前肠pparγmRNA水平较FO组显著提升, MUFA消化率较FO组显著提升[80]。采用含有0.03%、0.30%和0.60% ARA的三种日粮饲喂草鱼(Ctenopharyngodon idella)幼鱼60d后, 含0.30%和0.60% ARA的日粮组的草鱼肝胰脏pparγ的表达显著低于对照组[81]; 采用棕榈油(PO)、菜籽油(RO)、大豆油(SO)或亚麻籽油(LO)代替饲料鱼油(FO)养殖大菱鲆幼鱼, 发现SO组肝脏pparγ表达量明显高于FO组[82]; Wang等[83]分别用含有鱼油(FO)、大豆油(SO)和牛油(BT)的饲料养殖大黄鱼9周, 发现与FO和BT组相比, SO组鱼肝脏pparγ的表达量明显增加。

不同饲料脂肪源所含的脂肪酸差异较大, 鱼类对n-3和n-6系列脂肪酸利用能力也因种而异[84]。作为pparγ的天然配体, 各类型脂肪酸(如棕榈酸、油酸、亚油酸、亚麻酸、ARA、EPA和DHA)都可调控pparγ基因和蛋白的表达, 从而调控机体脂代谢过程, 但其作用效果不一致。Leaver等[85]研究发现100 μmol/L ARA、DHA和EPA可显著上调金头鲷脂肪细胞pparγ的表达, 而值得注意的是, 100 μmol/L C20以下的脂肪酸对金头鲷脂肪细胞pparγ均无显著影响; 50 μmol/L ARA、DHA和EPA对红鳍东方鲀(Takifugu rubripes)pparγ的表达水平也无显著影响。除了长链脂肪酸外, 短链脂肪酸和脂肪酸衍生物也影响Pparγ基因的表达。Den等[86]发现, 短链脂肪酸(SCFA)通过下调脂肪和肝脏组织PparγmRNA表达水平, 改善胰岛素敏感性, 从而减少肝脏脂肪变性和脂肪生成, 以抑制肥胖。LA衍生代谢物——13-羟基十八碳烯酸(13-HODE)和13-氧代十八碳烯酸(13-OXO)以剂量依赖性方式反式激活Pparγ的表达[87]; 在患有代谢综合征的大鼠中, 饲喂含CLA的饮食可上调肠道Pparγ基因的表达[88]。

碳水化合物相比哺乳动物, 鱼类利用碳水化合物的能力较差, 其原因仍未完全了解。研究发现, 喂食高碳水化合物(41%)饲料的团头鲂肝脏pparγmRNA表达量显著高于对照组(30%碳水化合物)[89]; 高淀粉(60%明胶淀粉)饲料显著上调了转基因鲤(Labeo rohita)肝脏pparγ基因表达水平[90]。Zhao等[91]发现, 高葡萄糖(HG)浓度能增强黄鲶鱼肝细胞pparγ启动子区域的碳水化合物反应元件结合蛋白(ChREBP)的DNA结合能力, 使HG诱导的脂质代谢发生变化进而导致肝脏脂滴含量急剧增加。值得注意的是, Chen等[92]发现限制饮食条件下, 适量的碳水化合物也能提高大鼠Pparγ基因的表达。尽管,有关碳水化合物调控水产动物Pparγ表达的相关研究较少, 但现有的资料显示高水平的碳水化合物可能增加鱼类pparγ基因表达。

蛋白质和氨基酸作为动物组织的最基本组成成分, 蛋白质对细胞和组织的结构、酶催化反应、激素介导效应、免疫反应、代谢调节等方面起着重要的作用。Blanchard等[93]发现PPARγ杂合(Pparγ+/-)或纯合(Pparγ-/-)缺失组小鼠血清支链氨基酸(BCAA)的水平显著低于对照组(PPARγ+/+),暗示PPARγ在维护体内BCAA水平过程中起到重要调控作用。在胎盘细胞中发现, 添加PPARγ激动剂,可上调刺激蛋白1 (Sp-1)、L-型氨基酸转运体1(Lat1)、L-型氨基酸转运体2 (Lat2)和牛磺酸转运体(Taut)等基因的表达, 而敲低Pparγ基因表达, 则抑制Lat1、Lat2和Taut的表达, 这表明PPARγ可促进氨基酸转运载体Lat1、Lat2和Taut的表达, 参与氨基酸代谢的调控[94]。值得注意的是, 在有氧运动后,20 mg/mL BCAAs组小鼠腓肠肌Pparγ表达显著提升[95]。上述哺乳类研究表明, 蛋白质和氨基酸与PPARγ信号互相影响, 共同调节体内的生理代谢。而有关蛋白质和氨基酸是否能调控鱼类pparγ基因表达和信号尚不清楚。

其他营养因素微量元素以及其他营养因素同样能参与PPARγ的调控。例如, 与低水平铁饲料(43.72 mg/kg铁)相比, 高水 平 铁饲 料(84.07—483.96 mg/kg铁)可显著提升黄颡鱼(Pelteobagrus fulvidraco)肠道pparγ基因表达水平[96]; 相似的是,6.6—128.9 mg/kg饲料锰水平(相比低锰水平3.4 mg/kg)也可现在提升黄颡鱼肠道pparγ表达水平, 且腹腔注射锰(100 mg/kg)或MnSO4(100 μmol/L)孵育肠道上皮细胞也可靠显著促进肠组织或细胞pparγ基因和蛋白的表达[97]; 相比于低铜饲料(0.008 g/kg), 摄食高铜饲料(0.4 g/kg)黄颡鱼肝脏pparγ表达量显著提升[98]。锌螯合剂(TPEN)处理猪内皮细胞, 其Pparγ基因和蛋白表达量都显著降低, 且TPEN螯合细胞中锌后, 亚油酸诱导Pparγ表达上调的过程被明显抑制, 以上研究表明, 锌在转录因子Pparγ信号传导过程中起着关键作用[99]。

此外, Kawada等[100]发现, β-胡萝卜素、β-β apo 8′-胡萝卜素醛和视黄醛也可通过下调Pparγ2的表达,抑制3T3L1前脂肪细胞分化。β-胡萝卜素孵育小鼠C3H10T1/2脂 肪 细 胞7d后, 发 现Pparγ、Pparα和CCAAT增强剂结合蛋白-α (C/EBPα)以及与脂质代谢相关基因(如Lpl、Ap2和Cpt1b)的表达水平下调,从而抑制脂肪的形成[101]。在小鼠3T3-L1前脂肪细胞中发现, 维生素D通过维生素D受体(VDR)依赖性地抑制C/EBPα和Pparγ的表达, 以抑制脂肪的生成[102]。

3.2 内分泌因子

细胞因子细胞因子是一大类对细胞间信号传递起到重要作用的蛋白质, 由免疫细胞, 如巨噬细胞、B淋巴细胞、T淋巴细胞、肥大细胞, 以及脂肪细胞、内皮细胞、成纤维细胞等多种细胞产生。免疫细胞所分泌的细胞因子包括白细胞介素、干扰素、生长因子、肿瘤坏死因子(TNF-α)、趋化因子和集落刺激因子。Song等[103]发现, DHA可通过增加Pparγ的表达，促进脂肪合成, 但TNF-α能阻断DHA诱导Pparγ的磷酸化, 降低脂肪水平。采用腹腔注射rhTNF-α处理大菱鲆，可下调其肝脏pparγ表达, 降低血浆TG水平[104]; Wang等[105]发现不同浓度的TNF-α能使大黄鱼脂肪细胞atgl,pparα、pparγ的水平降低,且高浓度(100 ng/mL)的TNF-α会显著抑制脂肪细胞的增殖。Jun等[106]采用白细胞介素4 (IL-4)处理分化的睑板腺上皮细胞, 发现IL-4明显促进了细胞Pparγ和Srebp-1的表达, 这表明IL-4可能通过Stat6/Pparγ信号通路促进HMGECs的脂质合成。

脂肪细胞可分泌瘦素(Leptin)、脂联素(Adiponectin)、酰化刺激蛋白、网膜素等数十种细胞因子, 它们统称为脂肪因子。在正常生理条件下, 脂肪因子主要在脂肪组织局部起作用(旁分泌或自分泌)或通过血液循环作用于远处的靶器官, 调节其生长发育、代谢和组织重建。研究报道, Leptin可显著降低草鱼肝细胞pparγ表达, 并直接刺激肝细胞中JAK-STAT信号通路介导的脂质分解, 抑制了IRS-PI(3)K信号通路介导的脂肪生成[107]。重组人瘦素(rt-hLEP)同样可显著降低黄颡鱼原代肝细胞pparγ基因的表达, 降低脂肪生成[108]。同时, Adiponectin能刺激虹鳟脂肪细胞对葡萄糖的摄取, 且该过程中脂肪细胞pparγ基因表达显著提升[109]。综上所述, 部分细胞因子可以通过调控鱼类pparγ的表达, 以影响鱼体脂质代谢。

胰岛素胰岛素是一种肽激素, 可刺激细胞生长和分化, 并通过刺激脂肪生成、糖原和蛋白质合成, 以及抑制脂肪分解、糖原分解和蛋白质分解,以促进脂肪在肝脏和肌肉中的储存[110]。大量哺乳类研究报道, PPARγ激活剂——噻唑烷二酮(TZD)可改善胰岛素敏感性[111], 这暗示PPARγ可介导胰岛素对代谢的调节。然而, 关于胰岛素对鱼类pparγ表达的直接影响的信息非常缺乏。Zheng等[112]腹腔注射胰岛素于黄颡鱼体内, 发现显著影响其肝脏总pparγ及pparγ1 mRNA的表达, 但pparγ2的表达不受影响, 但胰岛素孵育肝细胞, 可显著提高肝细胞pparγ1、pparγ2和总pparγ的mRNA水平。Wang等[105]发现胰岛素能激活大黄鱼成熟脂肪细胞中的pparγ转录水平, 但在大黄鱼脂肪细胞分化过程中, 胰岛素对pparγ的表达没有影响。当胰岛素孵育脂肪细胞3h以上,pparγ2 mRNA水平无显著影响, 但pparγ1 mRNA水平显著提升[113]。综上所述, 胰岛素也可以通过调控鱼类pparγ的表达, 参与鱼体能量代谢。

4 结论

随着转录组、代谢组及蛋白组多组学技术水平的不断提高和生物信息学大数据的发展, 鱼类脂质代谢的研究已经逐渐深化到机体代谢过程中基因调控网络以及分子互作影响的层面。通过高通量测序和多组学结合分析等手段, 我们已经能够从传统的种间差异研究过渡到个体间基因调控的差异, 并逐渐完善了鱼类脂代谢过程中各关键基因和分子的互作机制。Pparγ作为脂质代谢调控的关键枢纽, 对于研究鱼类脂质代谢具有重要意义(图3)。进一步探究pparγ基因功能以及完善其信号网络,鉴定信号转导过程所涉及的转录因子、靶基因、相关配体及辅助因子的种类和作用, 明确相关通路互作机制。研究pparγ基因及其信号通路调控鱼类脂代谢机制, 可促进渔业生产上与脂代谢相关经济性状的选择, 在渔业生产应用方面具有重要意义。

图3 Pparγ对鱼类脂质代谢的调控Fig.3 Regulation of Pparγ in the lipid metabolism in fish