真空蒸发浓缩对香菇汁品质的影响

廖姿莹，康馨月，马一鸣，胡国元,2

1.武汉工程大学环境生态与生物工程学院，绿色化工过程教育部重点实验室（武汉 430205）；2.湖北裕国菇业股份有限公司，湖北省香菇产业技术研究院（随州 441300）

香菇（Lentinula edodes）味道鲜美，营养丰富，因其含有多种保健功能的营养物质而获得“蘑菇之王”的美称[1]。香菇中的营养物质包括生物活性多糖、蛋白质、必需氨基酸等[2]，这些营养物质使香菇具有显著的特性，如抗癌[3]、抗肿瘤[4]、抗菌[5]、抗病毒[6]、抗氧化[7]等功能。对香菇的开发多集中在香菇多糖的提取上，香菇中的其他营养物质未得到利用。为提升香菇市场的经济效益，通过将香菇中多种生理活性物质进行科学组合开发，研制出多种香菇复合饮料[8]。生产中可采用热水提取[9]、超声辅助[10]或酶辅助[11]等方法得到香菇汁，提供给调配、浓缩、杀菌等步骤，最终得到产品。

多数学者的研究集中在提取、杀菌等步骤，对香菇汁浓缩工艺的报道较为少见。浓缩是液体产品中一种常见技术，可以减少产品体积，从而降低运输、储存和包装的成本[12]，因此研究香菇汁的浓缩工艺对提高经济效益具有现实意义。常见报道多为果蔬汁的浓缩，浓缩方式有真空蒸发浓缩[13]、冷冻浓缩[14]、膜浓缩[15]等。由于冷冻浓缩及膜浓缩成本较高，真空蒸发浓缩具有成本低、浓缩时间短、浓缩程度深等优势，被广泛应用于实际工业生产[16]。因此试验使用真空蒸发浓缩法对香菇汁进行浓缩，确定浓缩终点后以香菇浓缩汁中的主要成分含量及抗氧化性为指标综合评价其品质，探究浓缩过程中香菇浓缩汁的品质变化趋势，为工业化生产提供一定理论依据。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

香菇汁（实验室采用酶法制备，可溶性固形物含量3 °Brix）；硫酸（西陇科学股份有限公司）；DPPH自由基（上海阿拉丁生化科技股份有限公司）；考马斯亮蓝G-250（生工生物工程股份有限公司）；Tris（德国BioFroxx公司）；苯酚、无水乙醇、硫酸亚铁、30%过氧化氢、水杨酸、盐酸、邻苯三酚（国药集团化学试剂有限公司）。

1.2 仪器与设备

AL104型电子天平（梅特勒-托利多仪器有限公司）；DK-S24型电热恒温水浴锅（上海精宏实验设备有限公司）；pHS-25C型酸度计（上海理达仪器厂）；SHZ-DⅢ型循环水式真空泵（巩义市予华仪器有限责任公司）；T6新世纪型紫外分光光度计（北京普析通用仪器有限责任公司）；LC-NDJ-99T型数显黏度计、手持式折光仪（上海力辰邦西仪器科技有限公司）；RE-52A型旋转蒸发器（上海亚荣生化仪器厂）。

1.3 方法

1.3.1 香菇汁浓缩终点的判定

将香菇汁于0.1 MPa、60 ℃条件旋转蒸发浓缩，得到不同浓缩程度的香菇浓缩汁，使用手持式折光仪测定其可溶性固形物含量，并将其表示为香菇浓缩汁的浓度，每间隔3 °Brix使用黏度计测定香菇浓缩汁的黏度。

1.3.2 真空蒸发浓缩对香菇浓缩汁主要成分的影响

将1.3.1制得的香菇浓缩汁还原至原汁浓度（3 °Brix）后[17]分别测定其总糖含量、总酚含量、总黄酮含量、可溶性蛋白含量、游离氨基酸含量。每个样品重复3次，结果取平均值。

1.3.3 真空蒸发浓缩对香菇浓缩汁抗氧化性的影响

将1.3.1制得的香菇浓缩汁还原至原汁浓度（3 °Brix）后分别测定其DPPH自由基清除率、羟自由基清除率、超氧阴离子自由基清除率。每个样品重复评价3次，结果取平均值。

1.3.4 指标测定

1.3.4.1 总糖含量的测定

香菇还原汁中的总糖含量按照GB/T 15672—2009《食用菌中总糖含量的测定》测定。

1.3.4.2 总酚含量的测定

参考魏倩婷[18]的方法并略作修改。准确吸取0，0.2，0.4，0.6，0.8和1.0 mL 0.1 mg/mL没食子酸溶液于试管中，补加蒸馏水至1.0 mL，加入2.0 mL福林酚试剂和2.0 mL 75 mg/mL的NaCO3溶液，定容至10 mL，摇匀避光显色2.0 h，于760 nm波长处测定吸光度。以没食子酸浓度为横坐标，吸光度为纵坐标绘制标准曲线。按上述步骤测定样品中总酚的含量。

1.3.4.3 总黄酮含量的测定

参考宋超男[19]的测定方法。准确吸取0，0.1，0.2，0.3，0.4和0.5 mL 0.2 g/L的芦丁标准液于10 mL容量瓶内，加入4.6 mL 70%的甲醇溶液、0.3 mL 50 g/L的NaNO2溶液，摇匀静置6 min，再加入0.3 mL 100 g/L的Al(NO3)3溶液，摇匀静置6 min，最后加入4 mL 40 g/L的NaOH溶液，用蒸馏水定容，静置15 min，于510 nm波长处测定吸光度。以芦丁浓度为横坐标，吸光度为纵坐标绘制标准曲线。按上述步骤测定样品中总黄酮的含量。

1.3.4.4 可溶性蛋白含量的测定

参考程雅清等[20]的测定方法。准确吸取0，0.2，0.4，0.6，0.8和1.0 mL 100 μg/mL牛血清蛋白溶液于试管中，补加蒸馏水至1.0 mL，混匀后加入5.0 mL考马斯亮蓝溶液，混匀后静置2 min，于595 nm波长处测定吸光度。以蛋白质浓度为横坐标，吸光度为纵坐标绘制标准曲线。按上述步骤测定样品中可溶性蛋白的含量。

1.3.4.5 游离氨基酸含量的测定

参考张璐等[21]的测定方法并略作修改。取5 mL样品，加入20 mL蒸馏水，用0.1 mol/L的NaOH标准溶液调节pH至8.2，加入10 mL中性甲醛溶液，用NaOH标准溶液调节pH至9.2，记录加入甲醛后NaOH溶液的消耗量，以等量蒸馏水为空白对照。游离氨基酸含量按式（1）计算。

式中：X为样品中游离氨基酸含量，g/L；V1为加入甲醛溶液后消耗NaOH溶液体积，mL；V2为空白组加入甲醛溶液后消耗NaOH溶液体积，mL；V3为样品取用量，mL；C为NaOH标准溶液的浓度，mol/L；14为氮的摩尔质量，g/mol。

1.3.4.6 DPPH自由基清除率的测定

参考李秋阳[22]的测定方法。配制0.2 mmol/L的DPPH溶液。试验分为样品组、对照组和空白组，加入稀释后样品、DPPH溶液后，用漩涡振荡器充分混匀，避光反应30 min，在517 nm波长处测定其吸光度。DPPH自由基清除率按式（2）计算。

式中：A样品为2 mL样品+2 mL DPPH溶液的吸光度；A对照为2 mL样品+2 mL无水乙醇的吸光度；A空白为2 mL DPPH溶液+2 mL无水乙醇的吸光度。

1.3.4.7 羟自由基清除率的测定

参考Chen等[23]的测定方法。将样品稀释一定倍数，取1 mL稀释后样品加入试管中，加入1 mL 6 mmol/L的FeSO4溶液、1 mL 6 mmol/L的H2O2溶液和1 mL 2 mmol/L的水杨酸乙醇溶液充分混匀，37 ℃下避光反应30 min，于510 nm波长处测定吸光度。羟自由基清除率按式（3）计算。

式中：A样品为1 mL样品+1 mL FeSO4溶液+1 mL H2O2溶液+1 mL水杨酸乙醇溶液的吸光度；A对照为1 mL样品+1 mL FeSO4溶液+1 mL H2O2溶液+1 mL无水乙醇的吸光度；A空白为1 mL蒸馏水+1 mL FeSO4溶液+1 mL H2O2溶液+1 mL水杨酸乙醇溶液的吸光度。

1.3.4.8 超氧阴离子自由基清除率的测定

参考颜飞翔等[24]的方法并略作修改。取1.0 mL样品，加入4.5 mL在25 ℃条件下预热20 min的50 mmol/L Tris-HCl溶液（pH 8.2），以及0.4 mL 25 mmol/L的邻苯三酚溶液，混匀，在25 ℃条件下水浴5 min，加入1 mL 8 mol/L的盐酸溶液，于波长325 nm处测吸光度。超氧阴离子自由基清除率按式（4）计算。

式中：A样品为1 mL样品+4.5 mL Tris-HCl溶液+0.4 mL邻苯三酚溶液+1 mL盐酸溶液的吸光度；A对照为1 mL样品+4.5 mL Tris-HCl溶液+0.4 mL蒸馏水+1 mL盐酸溶液的吸光度；A空白为1 mL蒸馏水+4.5 mL Tris-HCl溶液+0.4 mL邻苯三酚溶液+1 mL盐酸溶液的吸光度。

1.3.5 数据处理

使用SPSS 27.0.1软件对数据变化进行显著性分析。使用Origin 2021软件对数据进行统计分析并绘制图表。

2 结果与分析

2.1 香菇汁浓缩终点及浓度-黏度回归方程的建立

在工业生产中，香菇浓缩汁浓度较低时，黏度较低，但体积大、易腐败，储存成本较高。香菇浓缩汁浓度过高时，产品的流动性较差，导致运输困难。因此，选择合适的香菇汁浓缩终点对实际工业生产具有重要意义。

由图1可看出：香菇汁的黏度随着浓度的增加而升高，香菇汁浓度小于27 °Brix时，其黏度随浓度的上升趋势较为缓慢；浓度超过27 °Brix后，黏度上升趋势迅速，但浓度达到30 °Brix时其黏度是27 °Brix时的近2倍。显然，27 °Brix为香菇浓缩汁黏度骤增的突变点，因此香菇汁浓度在27 °Brix时到达浓缩终点。

图1 香菇汁浓缩过程中的黏度-浓度关系图

据国外有关文献报道[25-26]，方程（5）和（6）可表示浓度对黏度的影响。

式中：A、B是常数；C是体系中的浓度，°Brix。

利用式（5）进行拟合，得到的曲线方程为K=6.2936×10-7C5.6668，R2=0.9415。利用式（6）进行拟合，得到的曲线方程为K=0.5407e0.1865C，R2=0.9632。两个方程拟合的回归系数R2均接近1，表明这两种模型表达式均可作为香菇浓缩汁黏度的方程，但方程（6）的回归系数较大，因此方程（6）能更好反映香菇浓缩汁黏度与浓度的变化关系。

2.2 真空蒸发浓缩对香菇浓缩汁中主要成分的影响

2.2.1 真空蒸发浓缩对香菇浓缩汁中总糖含量的影响

由图2可知，随着浓度的增加，还原后的香菇浓缩汁中总糖含量整体呈下降趋势，这与戴晓晴[27]的研究结果相同。浓度3～12 °Brix时总糖含量无显著变化；浓度大于12 °Brix时香菇浓缩汁总糖含量逐渐下降。这是由于浓缩过程的热处理使得香菇浓缩汁中的糖类物质和蛋白质之间发生美拉德反应[16]，生成拟黑素等大分子物质，导致香菇浓缩汁中总糖含量显著降低。与原汁相比，浓缩终点时香菇浓缩汁总糖损失率为7.82%，如果继续浓缩至33 °Brix，则总糖损失率为10.61%。

图2 真空蒸发浓缩对香菇浓缩汁中总糖含量的影响

2.2.2 真空蒸发浓缩对香菇浓缩汁中总酚和总黄酮含量的影响

由图3可知，随着浓度的增加，香菇浓缩汁中总酚含量和总黄酮含量均呈下降趋势，这与马晓玉[28]的结果相同。由于酚类物质和黄酮类物质均是热敏性物质[29]，浓缩过程中持续受热使得香菇浓缩汁中的酚类物质和黄酮类物质分解，导致香菇浓缩汁中的总酚含量和总黄酮含量降低。与原汁相比，浓缩终点时香菇浓缩汁总酚损失率为15.53%，总黄酮损失率为17.92%，若继续浓缩至33 °Brix，则总酚损失率为25.02%，总黄酮损失率为29.08%。

图3 真空蒸发浓缩对香菇浓缩汁中总酚和总黄酮含量的影响

2.2.3 真空蒸发浓缩对香菇浓缩汁中可溶性蛋白和游离氨基酸含量的影响

由图4可知，随着浓度的增加，香菇浓缩汁中可溶性蛋白含量呈下降趋势，这与戴晓晴[27]的研究结果相同。可溶性蛋白含量降低的原因：一是部分蛋白质的氨基和糖类物质的羰基发生了美拉德反应[16]；二是考马斯亮蓝所含疏水基团在酸性条件下与蛋白质的疏水微区具有亲和力，通过疏水作用与蛋白质相结合，形成的蓝色蛋白质-染料复合物，由于受热导致蛋白质空间结构改变，从而使得染料无法与某些变形的蛋白质结合，进而导致香菇浓缩汁中的可溶性蛋白含量降低。与原汁相比，浓缩终点时香菇浓缩汁中可溶性蛋白损失率为18.21%，若继续浓缩至33 °Brix，则可溶性蛋白损失率为26.88%。而浓缩过程中游离氨基酸基本无损失。

图4 真空蒸发浓缩对香菇浓缩汁中可溶性蛋白和游离氨基酸含量的影响

2.3 真空蒸发浓缩对香菇浓缩汁抗氧化性的影响

由图5可知，随着浓度的增加，香菇浓缩汁的DPPH自由基清除率、羟自由基清除率、超氧阴离子自由基清除率均呈下降趋势，原因可能是：浓缩过程中一些活性多糖发生美拉德反应；酚类物质和黄酮类物质受热分解、活性蛋白受热变性，这些变化均会导致香菇汁的抗氧化性降低。与原汁相比，浓缩终点时香菇浓缩汁的DPPH自由基清除率降低5.67%，羟自由基清除率降低28.57%，超氧阴离子自由基清除率降低58.47%；若继续浓缩至33 °Brix，则DPPH自由基清除率降低9.94%，羟自由基清除率降低42.16%，超氧阴离子自由基清除率降低63.38%。

图5 真空蒸发浓缩对香菇浓缩汁抗氧化性的影响

3 结论

在实际生产过程中，香菇汁浓度较低时其黏度也较低，所用能耗较少，但香菇汁的体积相应也较大，会增加储存及运输的成本。但香菇汁浓度过大时，产品黏度较高，流动性较差，也会增加运输成本，因此，应选择合适的浓度作为香菇汁的浓缩终点。通过对不同浓度香菇浓缩汁的黏度进行测定，得出随着浓度的上升，香菇汁黏度也在不断增加，27 °Brix时黏度骤增，因此27 °Brix为香菇汁的浓缩终点。

浓缩加工对香菇浓缩汁的主要成分产生重要影响，试验采用真空蒸发浓缩法，由于蒸发过程中的热效应，香菇浓缩汁中的主要成分含量均有不同程度下降，进而导致香菇浓缩汁的抗氧化性降低。但其中总糖含量仅损失7.82%，游离氨基酸含量基本无损失，说明香菇浓缩汁的重要呈味物质和营养成分均得到较好保留。在香菇浓缩汁的抗氧化性中，DPPH自由基清除率仅降低5.67%，浓缩后仍可达80%以上，说明香菇浓缩汁经过浓缩处理仍具有较高抗氧化性。综合各指标可得出，香菇浓缩汁的品质得到较好保留，试验结果可为香菇浓缩汁工业化生产提供一定理论依据。