罗格列酮和血清脂对绵羊前体脂肪细胞分化的影响

蔡 勇，阿依木古丽，臧荣鑫，马忠仁，乔自林，卢建雄，杨具田，吴建平

(1.甘肃农业大学动物科学技术学院，兰州 730070;2.西北民族大学实验中心，兰州 730030;3.西北民族大学生命科学与工程学院，兰州 730030)

罗格列酮和血清脂对绵羊前体脂肪细胞分化的影响

蔡 勇1，2，阿依木古丽3，臧荣鑫3，马忠仁3，乔自林3，卢建雄3，杨具田3，吴建平1

(1.甘肃农业大学动物科学技术学院，兰州 730070;2.西北民族大学实验中心，兰州 730030;3.西北民族大学生命科学与工程学院，兰州 730030)

目的 探讨罗格列酮(rosiglitazone，Ros)和血清脂(serum lipid，Lip)对绵羊前体脂肪细胞分化的影响及不同组织来源的前体脂肪细胞分化影响的差异。方法 用不同浓度的Ros和(或)Lip培养绵羊皮下前体脂肪细胞和肾周前体脂肪细胞，通过测量3-磷酸甘油脱氢酶(GPDH)活性和油红O染色萃取液A值分析前体脂肪细胞的分化程度和脂肪细胞充脂量的变化，应用实时荧光定量PCR检测PPARγ和LPL mRNA的表达水平。结果 Ros和Lip提高细胞GPDH活性和脂滴的沉积量(P＜0.05)，上调 LPL mRNA表达(P＜0.05)，最佳浓度分别为100 nmol/L和20 μL/mL;最佳浓度条件下Ros的诱导作用强于 Lip(P＜0.05)，Ros显著提高了 PPARγ mRNA表达量(P＜0.05)，而Lip对PPARγ mRNA的表达没有明显影响(P＞0.05);Ros和 Lip共同诱导与 Ros单独作用之间没有明显差异(P＞0.05);在相同诱导分化条件下，皮下前体脂肪细胞的分化程度高于肾周前体脂肪细胞(P＜0.05)。结论 研究结果表明Ros和Lip可促进绵羊前体脂肪细胞的分化，在相同条件下，皮下前体脂肪细胞的分化能力强于肾周前体脂肪细胞。

绵羊;前体脂肪细胞;细胞分化;罗格列酮;血清脂

脂肪组织不仅具有储能功能，而且具有重要的内分泌功能，其代谢失常可引起甘油三酯蓄积过多，导致多种肥胖相关疾病的发生［1］;家畜皮下脂肪、内脏脂肪沉积过度和肌内脂肪缺乏严重影响胴体肉品质［2］，增加饲养成本。因此，认识脂肪形成的规律和机制，调控体脂沉积，改善动物产品质量在畜牧业生产中具有重要意义。

脂肪组织的生长包括脂肪细胞数目增加和体积增大两个方面，主要是前体脂肪细胞在一系列转录因子、基因和酶的作用下，由成纤维样前体脂肪细胞分化为充满脂滴的成熟脂肪细胞的结果［3］。包括绵羊和牛在内的多种动物的前体脂肪细胞实现了体外培养并具有增殖和分化能力［4-5］。和其他动物一样，胰岛素、地塞米松和PPARγ激动剂等多种诱导剂能促进绵羊前体脂肪细胞的分化［5］。Wu等［6］研究发现在PPARγ激动剂的诱导下，牛大网膜前体脂肪细胞的分化能力比皮下前体脂肪细胞强，所以，不同组织来源的绵羊前体脂肪细胞的分化能力可能存在一定的差异。兰州大尾羊(Lanzhou fat-tailed sheep)属于中国绵羊四大品种中的长脂尾型，以尾大、脂肪充实著称，是研究脂肪局部沉积的理想动物模型。本研究以115日龄的兰州大尾羊胎儿为实验对象，通过体外培养皮下和肾周前体脂肪细胞，探讨罗格列酮和血清脂对绵羊前体脂肪细胞分化的影响以及不同脂肪组织来源的前体脂肪细胞在体外分化能力的差异，为进一步研究反刍动物脂肪沉积以及动物脂肪局部沉积的分子机理奠定基础。

1 材料与方法

1.1 材料

1.1.1 实验动物：临床检查无异常的2～3岁兰州大尾羊母羊，怀孕115d后颈动脉放血致死，胎儿连同子宫1h内带回实验室进行实验。

1.1.2 主要试剂：DMEM/F12、M199(Gibco)，I型胶原酶、牛胰岛素、三碘甲状腺原氨酸 (triiodothyronine，T3) 、Oil red-O(Sigma)，胎牛血清(民海生物)，TRIzol总 RNA提取试剂盒、反转录试剂盒、TaqDNA聚合酶(Invitrogen公司)，SYBR Premix Ex Taq(TaKaRa)，DNA marker、RNase-free 水 (Tiangen)，Ex-cyte(牛血清脂，是从牛血清中分离的一种水溶性脂蛋白细胞培养基添加剂，是脂肪酸、胆固醇、磷脂等成分的混合物，Millipore Corp.)，其他试剂均为国产分析纯。

1.2 方法

1.2.1 绵羊前体脂肪细胞的分离培养：无菌条件下分别取胎羊肾周脂肪组织和尾部皮下脂肪组织各约3 g，用PBS缓冲液冲洗3次，剪去脂肪组织中可见的血管和其他结缔组织，并将脂肪组织剪成1 mm3左右的小块，转移至含有玻璃珠的25 mL三角烧瓶中，加入1 mg/mL的Ⅰ型胶原酶消化液，置于37℃水浴中消化50 min(每5 min振荡1次)，200目钢筛过滤，滤液1000 r/min离心5 min弃上清，加入红细胞裂解液，悬浮沉淀，室温静置10 min，1000 r/min离心5 min，弃上清液，用PBS洗2次，1000 r/min离心5 min，弃上清液，加入含 20% 胎牛血清、2 mmol/L醋酸钠和2 mmol/L L-谷氨酸的 M199培养液并吹打均匀，台盼蓝染色计数，按5×104个/mL的密度接种于24孔培养板中，37℃，5%CO2培养箱中培养，24 h后换液，每2 d换液1次。

1.2.2 实验处理：当原代细胞培养至汇合后(约8～9d)，分别用基础分化培养液(DMEM/F12培养液中添加2 nmol/L T3、300 nmol/L的胰岛素)添加不同浓度的罗格列酮和血清脂进行诱导分化，诱导分化4 d和8 d时测定细胞的GPDH活性和脂肪含量。

1.2.3 3-磷酸甘油脱氢酶(GPDH)活性测定：用0.25%胰蛋白酶消化收集细胞，细胞重悬在25 mmol/L Tris-HCl缓冲液(pH 7.5，含 1 mmol/L EDTA)中，-80℃冻存24 h后超声波破碎细胞，在4℃下12 000 r/min离心 30 min，上清液 -80℃保存。利用紫外分光光度计，通过测定NADH消耗速率来衡量GPDH活性，反应溶液包括100 mmol/L三乙醇胺-HCl缓冲液(pH 7.5)、2.5 mmol/L EDTA、0.1 mmol/L 巯基乙醇、0.4 mmol/L NADH、4 mmol/L磷酸二氢丙酮。测定A340nm值，每个活性单位相当于每分钟每毫克蛋白氧化1 nmol NADH，结果以nmol NADH/min/mg蛋白表示。

1.2.4 油红O染色提取法测定细胞内的脂肪含量：细胞内脂肪含量的测定参考 Ramirez等［7］使用的方法，通过测量萃取液A510nm值衡量细胞内的脂肪含量。

1.2.5 引物设计与合成：根据 GenBank中登录的绵羊脂蛋白脂酶(lipoprotein lipase，LPL，X68308)、过氧化物体增殖剂活化受体γ(peroxisome proliferator activiated receptor γ，PPARγ，AY137204)和 β-肌动蛋白(β-actin，NM_001009784)基因序列，用Primer Premier 5.0软件设计引物，由上海生工生物工程有限公司合成，详情见表1。以β-actin作内参检测细胞培养过程中脂肪细胞分化标志基因的表达情况。

表1 引物序列与Real-time PCR反应参数Tab.1 Primer sequences and real-time PCR amplification parameters

1.2.6 Real-time PCR：提取细胞总 mRNA，反转录合成cDNA第一链进行实时荧光定量PCR，反应体系为25 μL体系，其中含有：SYBR Premax Tag 12.5 μL(已将 DNA 聚合酶、反应用 Buffer、dNTP、SYBR®GreenⅠ等试剂预混在一起，是一种2×浓度的Premix Type 试剂)、上下游引物各 0.25 μL、cDNA样品 2 μL、水补足至 25 μL;反应程序为：95.0℃ 预变性 10.0 s;95.0℃ 变性 5.0 s、54.0℃ 退火、72.0℃延伸25.0 s，40个循环(SLAN荧光定量 PCR仪，Hongshi)。每个循环的退火及延伸阶段采集荧光信号数据。扩增结束后立即进行溶解曲线分析，从60℃开始每30.0 s升高1.0℃，直到94.0℃结束，共35个循环，每个循环待温度恒定后5.0 s采集荧光信号数据，系统自动分析数据后生成溶解曲线报告。反应结束后系统根据梯度稀释模板的扩增情况自动绘制标准曲线，用 ΔCt法进行相对定量分析［8］。

1.2.7 数据处理：所有实验均设置5次重复，实验所得数据以平均值±标准差(¯x±s，)表示，采用SPSS 11.5统计分析软件中的One-way ANOVA进行方差分析和显著性检验，P＜0.05时，认为差异有显著性。

2 结果与分析

2.1 罗格列酮对绵羊前体脂肪细胞分化的影响

与对照组相比，不同浓度罗格列酮均能显著促进细胞GPDH活性的提高(P＜0.05)，当浓度为100 nmol/L时，肾周前体脂肪细胞和皮下前体脂肪细胞的GPDH活性均达到最大值;肾周前体脂肪细胞诱导分化4 d时，100 nmol/L和1000 nmol/L罗格列酮之间的差异无显著性(P＞0.05)，但两者均强于1 nmol/L组和10 nmol/L组(P＜0.05);皮下前体脂肪细胞诱导分化4 d时，1000与10、100 nmol/L之间的差异均无显著性(P＞0.05)，但均强于1nmol/L组(P＜0.05);诱导分化8 d时，不同浓度罗格列酮对肾周前体脂肪细胞GPDH活性的影响存在明显差异(P＜0.05)，但对皮下前体脂肪细胞10 nnmol/L与1000 nnmol/L之间差异无显著性(P＞0.05)。在罗格列酮的诱导下，皮下前体脂肪细胞的分化强于肾周前体脂肪细胞(P＜0.05)(图1)。

不同浓度的罗格列酮对脂肪沉积的影响见表2，与对照组相比，不同浓度的罗格列酮均增强了细胞中脂肪的沉积量(P＜0.05)。当浓度为100 nnmol/L培养8 d后，细胞中脂肪的沉积量达到最大值，其对肾周前体脂肪细胞的作用与1000 nnmol/L之间无明显差异(P＞0.05)，两者均显著高于其他各浓度组(P＜0.05);但对皮下前体脂肪细胞的作用除与10 nnmol/L组之间无明显差异(P＞0.05)外，均显著高于其他各浓度组(P＜0.05)。在罗格列酮的诱导下，皮下前体脂肪细胞的脂肪沉积量大于肾周前体脂肪细胞(P＜0.05)。

图1 不同浓度罗格列酮对绵羊前体脂肪细胞分化中GPDH活性的影响(A：肾周脂肪;B：皮下脂肪)Fig.1 Changes in GPDH activity of(A)perirenal and(B)subcutaneous preadipocytes from fetal ovine during differentiation induced by rosiglitazone at different concentrations.Different letters indicate significant difference(P＜0.05)，the same below.

表2 罗格列酮和血清脂对绵羊前体脂肪细胞分化的影响(s，n=5)Tab.2Effects of rosiglitazone and serum lipid on differentiation of the preadipocytes.(s，n=5)

表2 罗格列酮和血清脂对绵羊前体脂肪细胞分化的影响(s，n=5)Tab.2Effects of rosiglitazone and serum lipid on differentiation of the preadipocytes.(s，n=5)

注：结果为油红O染色提取法的A510nm值，以(s)，表示。标有不同字母者表示差异显著(P＜0.05)，标有相同字母者表示差异不显著(P＞0.05)。Note：The results are expressed in absorbance at 510 nm using oil red O staining(s).Values that share different superscripts are of significant difference(P＜0.05).

?

图2 不同浓度牛血清脂对绵羊前体脂肪细胞分化中GPDH活性的影响Fig.2 Effects of of bovine serum lipid at different concentrations on GPDH activity of fetal ovine subcutaneous and perirenal preadipocytes

2.2 血清脂对绵羊前体脂肪细胞分化的影响

不同浓度牛血清脂对绵羊前体脂肪细胞分化中GDPH活性的影响如图2所示，基础分化培养液中添加不同浓度的牛血清脂培养8 d均能不同程度的增强细胞中GDPH的活性(P＜0.05)，在血清脂的作用下，肾周前体脂肪细胞分化作用明显弱于皮下前体脂肪细胞(P＜0.05)，这和罗格列酮的作用相似，但无论是对肾周前体脂肪细胞还是对皮下前体脂肪细胞，当血清脂的浓度为20 μL/mL时，细胞的GDPH活性最高，显著高于5、40 μL/mL和空白对照组(P＜0.05)，但与10 μL/mL组的差异无显著性(P＞0.05)。

不同浓度的血清脂对脂肪沉积的影响如表2所示，与对照组相比，不同浓度的血清脂均增大了细胞中脂肪的沉积量(P＜0.05)。对皮下前体脂肪细胞10 μL/mL组与20 μL/mL组之间无明显差异(P＞0.05)，均强于其他各浓度组(P＜0.05);对肾周前体脂肪细胞在 4 d时，10 μL/mL与 20 μL/mL之间无差异(P＞0.05)，并且均强于其他各浓度组(P＜0.05);到8 d时，20 μL/mL的作用明显强于其他各浓度组(P＜0.05)。在血清脂的诱导下，皮下前体脂肪细胞的脂肪沉积量大于肾周前体脂肪细胞(P＜0.05)。

2.3 罗格列酮和血清脂共同对绵羊前体脂肪细胞分化的影响

罗格列酮和(或)牛血清脂诱导绵羊前体脂肪细胞分化8 d，结果如图3所示，对肾周前体脂肪细胞罗格列酮和血清脂共同诱导与罗格列酮单独诱导时没有明显差异(P＞0.05);而对皮下前体脂肪细胞，罗格列酮和血清脂共同诱导不如罗格列酮单独诱导时效果明显，两者同时添加反而降低了细胞GPDH活性(P＜0.05)。罗格列酮和血清脂同时作用时细胞脂肪的沉积量明显大于它们各自单独作用的细胞脂肪的沉积量(P＜0.05)。

图3 罗格列酮和牛血清脂对绵羊前体脂肪细胞分化中GPDH活性的影响Fig.3 Effects of rosiglitazone and lipid on GPDH activity of fetal lamb subcutaneous and perirenal preadipocytes

2.4 罗格列酮和血清脂对LPL和PPARγ mRNA表达水平的影响

罗格列酮和(或)血清脂诱导培养8 d时 LPL和PPARγ基因mRNA表达结果如图4所示，与对照组相比，罗格列酮能促进PPARγ基因的表达(P＜0.05)，血清脂对 PPARγ基因表达没有明显的影响(P＞0.05)，但两者均能促进 LPL的表达(P＜0.05)。

图4 罗格列酮和牛血清脂对LPL和PPARγ表达的影响Fig.4 Effects of rosiglitazone and lipid on the mRNA expression of LPL and PPARγ

3 讨论

过氧化物酶体增殖物激活受体(peroxisome proliferator-activated receptor，PPAR)是调节目标基因表达的核内受体转录因子超家族成员，能被脂肪酸样化合物过氧化物酶体增殖剂(peroxisome proliferators，PP)激活，PPAR分为α、β和γ三种类型，其中PPARγ主要表达于脂肪组织及免疫系统，与脂肪细胞分化、机体免疫及胰岛素抵抗关系密切，是胰岛素增敏剂唾哇烷二酮类药物(troglitazone，TZDs)作用的靶分子。罗格列酮属于唾哇烷二酮类抗糖尿病药物，能增强机体对胰岛素的敏感性从而起到降糖作用，是 PPARγ 强大激动剂［9］，对体外培养牛［4］的前体脂肪细胞的分化具有促进作用;Grant［10］研究发现20～60 μmol/L的曲格列酮(另一种唾哇烷二酮类药物)能提高体外培养的牛前体脂肪细胞GPDH活性5倍。本实验结果表明，罗格列酮浓度在100 nmol/L以内时它以剂量依赖方式促进绵羊前体脂肪细胞的分化，低浓度的罗格列酮以配体的形式与PPARγ形成异二聚体后结合到脂肪合成基因启动子的PPAR应答元件上，促进细胞的分化和脂肪的形成［11-12］。但1000 nmol/L的高浓度罗格列酮对前体脂肪细胞的分化诱导作用减弱，其原因可能是高浓度的罗格列酮对细胞产生了细胞毒性，减弱了细胞的分化。

血清脂中含有胆固醇、甘油三酯、磷脂和丰富的游离脂肪酸，脂肪酸对生物体内脂肪酸的合成和分解起独特的调控作用［13］，研究发现，血清脂和亚油酸能促进牛前体脂肪细胞的分化和脂肪的形成［5，14］，花生四烯酸具有增强 Ob 1771 细胞系分化能力的作用［15］。脂肪酸尤其是长链多不饱和脂肪酸可能一方面作为三酰甘油脂和磷脂酯化反应的底物促进前体脂肪细胞分化，另一方面它们通过原型［16］或(和)如前列腺素［15］等类二十烷酸代谢产物作为配体与PPAR结合后，再与视黄酸类受体(RXR)形成异二聚体，然后与所调节基因启动子上游的过氧化物酶体增殖物反应元件(PPRE)结合而发挥转录调控作用，从而促进细胞分化［16-17］。

鼠和人的前体脂肪细胞分化研究中发现，在相同的诱导分化条件下，来自不同脂肪组织的前体脂肪细胞的分化能力具有很大的差异，鼠不同组织来源的前体脂肪细胞分化差异的研究主要集中在附睾和肾周脂肪组织［18-19］，然而对皮下前体脂肪细胞分化的研究结果存在很大的差异，它们或好于［20］，或差于［21］附睾前体脂肪细胞，存在很大的种间差异，可能是由于不同物种不同组织产生PPARγ天然配体的能力不同所致，但真正的原因还不清楚。本文研究发现，在添加了T3、胰岛素、罗格列酮和(或)血清脂的DMEM/F12培养液中，兰州大尾羊胎羊皮下前体脂肪细胞的分化能力强于肾周前体脂肪细胞，这与兰州大尾羊属长脂尾型、尾部具有很强的脂肪沉积能力的个体发育特征相一致，为进一步研究脂肪局部沉积的分子机理奠定了基础。

实验结果表明Ros和Lip均促进绵羊前体脂肪细胞的分化;最佳诱导浓度下，Ros的诱导作用强于Lip;在相同诱导条件下，绵羊皮下前体脂肪细胞的分化能力强于肾周前体脂肪细胞。

［1］ Kopelman PG.Obesity as a medical problem ［J］.Nature，2000，404：635-643.

［2］ Smith GC，Savell JW，Morgan JB，et al.The final report of the third blueprint for total quality management in the fed-beef(slaughter steer/heifer)industry：National beef quality audit-2000. NationalCattlemen＇sBeefAssoc.， Englewood， CO.2000.

［3］ Gregoire FM，Smas C M，Sul HS.Understanding adipocyte differentiation ［J］.Physiol Rev，1998，78：783-809.

［4］ Lengi AJ，Corl BA.Factors influencing the differentiation of bovine preadipocytes in vitro［J］.J Anim Sci，2010，88：1999-2008.

［5］ Soret B，Melrose SE，Finley E，et al.Differential control of lipogenesis and lipolysis during development of ovine preadipocytes in vitro［J］.Anim Sci，2006，82：517-525.

［6］ Wu P，Sato K，Suzuta F，et al.Effects of lipid-related factors on adipocyte differentiation of bovine stromal-vascular cells in primary culture［J］.J Vet Med Sci，2000，62：933-939.

［7］ Ramirez JL，Munozledo FC，Harcuch W.Quantitation of adipose conversion and triglycerides by staining intracytoplasmic lipids with oil red O ［J］.Histochemistry，1992，97：493-497.

［8］ Livak KJ，Schmittgen TD.Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2-ΔΔCTmethod［J］.Methods，2001，25(4)：402-408.

［9］ Lehmann JM，Moore LB，Smith TA，et al.An antidiabetic thiazolidinedione is a high affinity ligand for the nuclear receptor PPARγ［J］.J Bioll Chem，1995，270：12953-12956.

［10］ Grant AC，Ortiz CG，Doumit ME，et al.Optimization of in vitro conditions for bovine subcutaneous and intramuscular preadipocyte differentiation ［J］.J Anim Sci，2008，86：73-82.

［11］ Kliewer SA，Umesono K，Noonan DJ，et al.Convergence of 9-cis retinoic acid and peroxisome proliferator signalling pathways through heterodimer formation of their receptors［J］.Nature，1992，358：771-776.

［12］ Spiegelman BM.PPAR-γ： adipogenic regulator and thiazolidinedione receptor［J］.Diabetes，1998，47：507-514.

［13］ Sinha S，Perdomo G，Brown NF，et al.Fatty acid-induced insulin resistance in L6 myotubes is prevented by inhibition of activation and nuclear localization of nuclear factor kappa B ［J］.Biol Chem，2004，279(40)：41294-41301.

［14］ Adams KS，Flint DJ，Cryer A，et al.Regulation of ovine preadipocyte differentiation in vitro［J］.Proc Nutr Soc，1996，55：25.

［15］ Massiera F，Saint MP，Seydoux J，et al.Arachidonic acid and prostacyclin signalling promote adipose tissue development：A human health concern ［J］.J Lipid Res，2003，44：271-279.

［16］ Kliewer SA，Sundseth SS，Jones SA，et al.Fatty acids and eicosanoids regulate gene expression through direct interactions with peroxisome proliferator-activated receptors α and γ ［J］.Proc Natl Acad Sci，1997，94：4318-4323.

［17］ Ding ST，Wang JC，Mersmann HJ.Effect of unsaturated fatty acids on porcine adipocyte differentiation ［J］.Nutr Res，2003，23：1059-1069.

［18］ Kirkland JL，Hollenberg CH，Gillon WS.Effects of fat depot site on differentiation-dependent gene expression in rat preadipocytes［J］.Int J Obesity，1996，20(Suppl 3)，S102-S107.

［19］ Wabitsch M，Heinze E，Hauner H，et al.Biological effects of human growth hormone in rat adipocyte precursor cells and newly differentiated adipocytes in primary culture［J］.Metabolism，1996b，45：34-42.

［20］ Adams M，Montague CT，Prins JB，et al.Activators of peroxisome proliferator activated receptor γ have depot-specific effects on human preadipocyte differentiation ［J］.J Clin Invest，1997，100：3149-3153.

［21］ Sztalryd C，Azhar S，Reaven GM.Differences in insulin action as a function of original anatomical site of newly differentiated adipocytes obtained in primary culture ［J］.J Clin Invest，1991，88：1629-1635.

Effects of rosiglitazone and serum lipid on differentiation of ovine preadipocytes

CAI Yong1，2，Ayimuguli3，ZANG Rong-xin3，MA Zhong-ren3，QIAO Zi-lin3，LU Jian-xiong3，YANG Ju-tian3，WU Jian-ping1
(1.Animal Science and Technology，Gansu Agricultural University，Lanzhou 730070，China;2.Science Experimental Center;3.College of Life Science and Engineering;Northwest University for Nationalities，Lanzhou 730030，China)

Objective To investigate the effects of rosiglitazone(Ros)and serum lipid(Lip)on differentiation of ovine subcutaneous and perirenal preadipocytes，and explore the differences in their differentiation in vitro.Method The preadipocytes from fetal lamb subcutaneous and perirenal tissues were cultured，and treated with Ros and(or)Lip at different concentrations.The cell differentiation was assessed by changes in activity of the GPDH and quantitation of oil red O staining.PPARγ and LPL mRNA were analyzed by real-time PCR after different inducing treatments.Results Ros and Lip enhanced GPDH activity and increased lipogenesis of preadipocytes，up-regulated mRNA expression of LPL in comparison with the controls(P＜0.05).The optimal inducing concentrations of Ros and Lip for preadipocytes differentiation were 100 nmol/L and 20 μL/mL，respectively.With the optimal inducing concentration，Ros showed more effective on preadipocytes differentiation(P＜0.05)，and significantly up-regulated mRNA expression of PPARγ(P＜0.05)，while Lip hadno significant effect on PPARγ(P＞0.05).It showed no significant difference between the effects of single Ros and the combination of Ros and Lip.Preadipocytes from perirenal differentiated less well than that from subcutaneous tissue when exposed to the same differentiation-inducing media(P＜0.05).Conclusions The results of this study suggest that Ros and Lip induce differentiation of ovine preadipocytes in vitro.With the same inducing media，preadipocytes from perirenal differentiate less well than that from subcutaneous tissue.

Ovine;Preadipocyte;Differentiation;Ros;Lip Rosiglitazone;Serum lipid

Q95-33;Q493.5

A

1005-4847(2011)01-0006-06

10.3969/j.issn.1005-4847.2011.01.002

国家自然科学基金项目(NO.30871811);国家民委科研项目(2009-158-09XB02);甘肃省农业生物技术研究与应用开发项目(GNSW-2009-13)。

蔡勇(1979-)，男，讲师，在读博士，主要从事生物化学和基因工程方面的教学、研究工作。E-mail：caiyong1979@163.com。

吴建平，教授，博士生导师。E-mail：wujp@gsau.edu.cn

2010-07-01