人工湿地-微生物燃料电池系统对十二烷基苯磺酸钠的微生物响应特征

王晓欧，夏唯宜，王慧欣，李佳音，薛明

（河北工业大学能源与环境工程学院，天津 300401）

直链烷基苯磺酸盐（linear alkyl-benzene sulfonate，LAS）作为日化领域应用最为广泛的阴离子表面活性剂，被添加于各种清洁剂与洗涤剂中，因此，烷基苯磺酸盐及其降解中间产物已经成为环境中常见的代表性有机污染物。据统计，城市生活污水中烷基苯磺酸盐的浓度范围为3～21 mg·L-1[1]，由于农村用水量少，推测农村生活污水中烷基苯磺酸盐浓度更高。烷基苯磺酸盐属于中等毒性物质，且不易生物降解，在20余种同系物中，C10～C12烷基苯磺酸盐的毒性显著高于碳链更短或更长的烷基苯磺酸盐。由于具有增溶、起泡、润湿、灭菌、消毒等作用，环境中残存的烷基苯磺酸盐会对生态平衡、生物安全与人体健康造成直接或间接危害。

人工湿地（constructed wetland，CW）模拟自然湿地的结构与功能，利用系统中填料、水生植物和微生物的物理、化学、生物三重协同作用对污水进行净化，具有投资低、景观生态相容性好、可实现废水资源化利用等特点，在农村生活污水、地表水体污染与面源污染处理、以及污水厂尾水深度处理中有着很大的推广应用价值[2-4]。人工湿地系统去除LAS 的途径包括植物吸收、填料吸附/解吸、微生物降解等，其中，吸附和生物降解共同作用是主要途径。但是LAS 所需生物降解时间较长，即使在好氧条件下也需要2～4 d，厌氧条件下半衰期可长达33 d[5]。传统人工湿地长期处于厌氧或缺氧状态，导致LAS生物降解较慢。

近年来，许多研究将微生物燃料电池（microbial fuel cell，MFC）技术引入湿地，构建CW-MFC 耦合系统以强化人工湿地对难降解有机物的去除效果，比如石油烃类化合物、硝基苯、偶氮染料、抗生素等[6-9]。MFC 的基本工作原理是以电化学活性菌（electrochemically active bacteria，EAB）为生物催化剂，将有机物在阳极（厌氧环境）氧化分解并释放出H+和e-，H+通过质子交换膜（或无膜）转移至阴极（好氧环境），e-经外电路迁移至阴极形成电流，并与电子受体（氧气、硝酸盐或硫酸盐等）及H+反应生成水，最终将有机物的化学能转化为电能。EAB 可以通过复杂的电子传递途径将细胞代谢产生的还原当量有效地重新连接到不同的还原酶上，因此EAB 通常对复杂大分子有机物具有较高的生物还原效率[10]，而这也是MFC能够强化难降解有机物去除的关键原因。

有研究发现添加表面活性剂可以强化MFC 性能，比如，Xu 等[11]报道，添加吐温-80 可强化沉积物MFC 对疏水性有机物多氯联苯的降解效果，并降低MFC内阻、提高MFC输出功率；Hwang等[12]报道，添加十二烷基硫酸钠可通过提高舱底含油废水的生物可利用性，有效强化MFC 的产电性能和降解性能。分析认为，表面活性剂可通过改变微生物细胞膜的超微结构而提高其渗透性，降低有机底物和电子的跨膜转移阻力，从而改善MFC 的产电性能和污染物降解性能[11-12]。

由上述可知，利用CW-MFC 系统降解烷基苯磺酸盐具有非常高的可行性。基于此，本研究以十二烷基苯磺酸钠（sodium dodecyl benzene sulfonate，SDBS）为目标LAS，考察了CW-MFC 系统对SDBS 的去除效果以及SDBS 对CW-MFC 系统产电性能的影响，并重点探究了CW-MFC 系统中微生物群落对SDBS 的响应特征，以期挖掘CW-MFC 中LAS 降解优势微生物，为调控CW-MFC 系统微生物群落功能以强化LAS 微生物降解提供科学参考。

1 材料与方法

1.1 实验装置

本实验共有2 套CW-MFC 装置（编号CW-MFC1和CW-MFC2），结构如图1 所示。该装置由有机玻璃制成，高50 cm、内径19 cm。湿地内填料层高度为45 cm，从下至上依次是砾石（高5 cm，粒径20～40 mm）、火山岩（高30 cm，粒径10～30 mm）、砾石（高5 cm，粒径5～10 mm）和沙子（高5 cm，直径1～3 mm）。在距填料底部5、15、25、35、45 cm 处分别设置取样口。系统阳极为三根石墨棒（长15 cm，直径2 cm），分别置于距填料底部15、25、35 cm 处，阴极为石墨板（10 cm×10 cm×0.8 cm），置于填料表面。阳极与阴极之间以钛丝（Φ1 mm）相连并接有外接电阻，形成闭合回路，外接电阻值设为1 000 Ω。湿地植物选用美人蕉。用黑色塑料薄膜包裹装置池体以防止池内藻类生长。

图1 CW-MFC系统实验装置示意图Figure 1 Schematic diagram of CW-MFC system experimental device

CW-MFC 装置启动期间，将进水（不含SDBS）自底部连续泵入CW-MFC1和CW-MFC2装置内，运行35 d 后，系统的输出电压达到最大并基本稳定，稳定输出电压值约为0.19～0.20 V，标志着系统启动成功。然后，将装置CW-MFC2的进水中加入SDBS并继续运行，7～8 d 后，CW-MFC2系统的输出电压再次稳定，此后可定期进行取样分析。装置CW-MFC1的进水中无SDBS，以此作为对照。2套装置内污水的水力停留时间均为1.5 d。

1.2 实验进水

实验进水为合成生活污水，采用蛋白胨、葡萄糖、尿素、NH4Cl、KH2PO4、Na5P3O10和C18H29NaO3S 配制，除蛋白胨外其他化学品均为分析纯。

合成生活污水水质为：pH 7.0±0.2、化学需氧量（COD）188.8～203.5 mg·L-1、总氮（TN）40.6 mg·L-1、氨氮（NH3和）26.17 mg·L-1、有机氮（OrgN）9.33 mg·L-1、总磷（TP）8 mg·L-1、正磷盐酸（-P）4.54 mg·L-1、聚磷盐酸（P3O5- 10-P）3.46 mg·L-1、SDBS 25 mg·L-1。

1.3 监测分析方法

1.3.1 水质测定

每3 d 采集1 次水样并进行SDBS 检测，检测方法为亚甲蓝分光光度法，所用仪器为多参数水质测定仪MI-200H（天津众科创谱科技有限公司）。每份水样均读数3次，取其平均值。

1.3.2 输出电压测定

使用多通道数据记录仪（新威测试仪CT-4008-5v10mA-164）实时监测输出电压（U），数据采集频率为1 800 s。

1.3.3 微生物测定与分析

装置运行3 个月后，停止进水，对CW-MFC 系统火山岩填料表面、植物根系、阳极与阴极表面进行微生物采样，将CW-MFC1系统植物根系表面、火山岩填料表面、阳极表面、阴极表面样本分别命名为P.1、T.1、A.1、C.1；将CW-MFC2系统植物根系表面、火山岩填料表面、阳极表面、阴极表面样本分别命名为P.2、T.2、A.2、C.2。

（1）16SrRNA 高通量测序：采用CTAB 或SDS 方法对样本的基因组DNA 进行提取，选取引物341F（5′ -CCTAYGGGRBGCASCAG-3′）和806R（5′ -GGACTACNNGGGTATCTAAT-3′ ）对细菌的16S rRNA 的V3～V4 区域基因序列进行PCR 扩增。使用2%浓度的琼脂糖凝胶对PCR 扩增产物进行电泳检测，使用Thermo Scientific 公司GeneJET 胶回收试剂盒对PCR 扩增产物回收，最后使用Illumina 公司TruSeq DNA PCR-Free Sample Preparation Kit 建库试剂盒进行文库的构建，构建好的文库经过Qubit 定量和文库检测，合格后，使用NovaSeq6000上机器测序。

（2）高通量测序数据分析与物种统计分析：对Illumina NovaSeq 测序得到的下机数据进行拼接和质控，再进行嵌合体过滤，得到可用于后续分析的有效数据。为研究各样本的物种组成，基于有效数据，以97%的一致性进行OTUs（operational taxonomic units）聚类，然后对OTUs的序列进行物种注释。根据OTUs聚类结果，一方面对每个OTU 的代表序列做物种注释，得到对应的物种信息和基于物种的丰度分布情况。同时，对OTUs 进行Alpha 多样性计算、Venn 图、物种丰度等分析，以得到样本内物种丰富度和均匀度信息、不同样本或分组间的共有和特有OTUs信息等。另一方面，可以对OTUs 进行多序列比对并构建系统发生树，通过PCoA等降维分析和样本聚类树展示，可以探究不同样本或组别间群落结构的差异。

1.4 数据处理与分析

1.4.1 污染物去除率分析

SDBS 去除率和去除负荷计算公式分别如（1）、（2）所示：

式中：RC表示SDBS 去除率，%；RL表示SDBS 去除负荷，g·m-3·d-1；Ci表示平均进水SDBS 浓度，mg·L-1；Ce表示平均出水SDBS 浓度，mg·L-1；Q表示进水流量，m3·d-1；V表示湿地体积，m3。

1.4.2 电化学性能分析

系统的输出电流和功率按照欧姆定律由输出电压数据进行计算，电流密度和功率密度均以阳极表面积进行计算，如公式（3）、（4）、（5）、（6）所示。

式中：I表示CW-MFC 系统电流，mA；U表示CW-MFC系统的输出电压，mV；Rex表示CW-MFC系统的外接电阻值，Ω；P表示CW-MFC 系统输出功率，mW；S表示阳极电极表面积，m2；Id表示CW-MFC 面积电流密度，mA·m-2；Pd表示CW-MFC面积功率密度，mW·m-2。

CW-MFC 系统的内阻通过功率密度曲线得到，具体操作为：由大到小依次调节外接电阻值（100～9 000 Ω），并且在每个阻值下系统稳定30 min 后记录对应的输出电压，以电流密度值为横坐标、功率密度值为纵坐标，绘制功率密度曲线，功率密度曲线峰值所对应的电阻值即为CW-MFC 系统内阻。此外，根据Pmax=E2/4Rin也可估算系统内阻，其中E为系统开路电压。

本实验中所有数据均使用Excel 2021 进行整理、使用Origin2021 制图，使用SPSS Statistics 25 进行单因素方差分析以检测SDBS 对CW-MFC 系统COD 去除和产电性能影响的显著性（P＜0.05）。

2 结果与讨论

2.1 CW-MFC系统SDBS去除性能和产电性能

CW-MFC2系统对SDBS 的去除效果如图2（a）所示，在进水中加入SDBS后，CW-MFC2系统对SDBS的初始去除率约为35%，经过缓慢增长SDBS 去除率于60 d 后趋于稳定，达到40%～48%，平均去除率和去除负荷分别为44.3%和6.74 g·m-3·d-1。CW-MFC2系统中SDBS 的去除过程可能是：初期，CW-MFC 系统主要通过填料、电极和植物根系等固体介质的吸附作用去除SDBS，随着运行时间的增加，吸附逐渐达到饱和，同时，系统内部SDBS降解相关微生物不断富集生长，形成稳定群落，导致系统中SDBS出水浓度不断下降并最终趋于稳定。CW-MFC 系统的COD 去除率变化如图2（b）所示，CW-MFC2系统的COD 去除率（31.9%～72.3%）显著低于CW-MFC1系统（63.1%～89.3%），且CW-MFC2系统的COD 去除率波动较大，需要较长时间才能够趋于稳定。由此推测，SDBS 的加入对CW-MFC 系统中微生物群落的组成与活性产生了较大的干扰，微生物需要一定的时间适应并发展SDBS降解能力。

图2 CW-MFC2系统的SDBS出水浓度及去除率（a）和CW-MFC系统的COD去除率（b）Figure 2 Effluent concentration and removal rate of SDBS in CWMFC2 system（a）and COD removal rate of CW-MFC system（b）

CW-MFC 系统的输出电压如图3（a）所示。在装置启动阶段（0～35 d），CW-MFC1和CW-MFC2系统的输出电压均不断上升，35 d 后，CW-MFC1的输出电压稳定在约0.19～0.20 V，这标志着系统启动成功，即产电微生物成功地附着在阳极表面并形成生物膜，而CW-MFC2的输出电压先下降后上升最终趋于稳定，这是因为，35 d时CW-MFC2系统的进水中加入了SDBS，产电微生物种群需要时间去适应和缓冲SDBS 所造成的干扰和抑制，此过程持续了7～8 d，CW-MFC2系统的输出电压再次稳定，平均最大输出电压约为0.18 V，较CW-MFC1系统（0.19 V）低5.0%。由于CW-MFC2系统需要较长时间（60 d 及以上）才能够实现对SDBS和COD 的稳定去除，而其输出电压只需7～8 d即可恢复稳定，推测产电微生物对SDBS的抗性比其他微生物物种更强。EAB 的胞外电子传递机制主要包括（1）直接接触机制，即直接利用细胞外膜上的多血红素细胞色素c 或细胞表面附属物“纳米导线”将电子传递至受体；（2）电子穿梭体介导，即利用微生物自身分泌的氧化还原物质（内生介体）或者某些外源化学物质（外生介体）介导电子的传递；（3）应电运动，即利用细胞鞭毛运动快速撞击胞外受体表面而介导电子传递[13]。这些复杂的电子传递途径使得EAB对复杂大分子有机物具有较高的生物还原效率[10]，因此，与其他微生物种群相比，EAB 表现出了对SDBS更强的抗性。

CW-MFC1和CW-MFC2系统功率密度曲线、极化曲线的变化趋势相似（图3b、图3c），其中，在低电流密度区域（Id约＜5.0 mA·m-2）和中电流密度区域（Id约为5.0～15.0 mA·m-2），CW-MFC2系统电压随电流增加的下降趋势更缓慢，而在高电流密度区域（Id约＞15.0 mA·m-2），CW-MFC2系统电压随电流增加的下降趋势更快速，说明SDBS 的存在减小了CW-MFC 系统产电过程中的传质损失和欧姆损失，但是增加了活化损失。CW-MFC1、CW-MFC2系统功率密度分别在电流密度约为8.6、15.1 mA·m-2时达到最大值（分别约为3.36、3.41 mW·m-2），根据功率密度峰值法，CWMFC1、CW-MFC2的内阻应分别在500～600 Ω、300～400 Ω 之间，而根据极化曲线斜率法，由此区域内电压与电流的线性关系计算得出CW-MFC1和CWMFC2的内阻分别为528.6 Ω 和370.5 Ω，CW-MFC2的内阻较CW-MFC1显著低29.9%。由此可见，SDBS 在一定程度上改善了CW-MFC 系统的电化学性能，尤其是极大降低了其内阻。这与前人的研究结果一致，表面活性剂可以改变细胞膜的超微结构以形成跨膜通道，提高微生物细胞膜的渗透性，降低有机底物和电子的跨膜转移阻力，从而提高微生物细胞的电子转移能力，进而改善MFC的产电性能[11-12，14]。

2.2 CW-MFC系统微生物群落结构特征

2.2.1 微生物群落多样性分析

CW-MFC 系统的微生物群落多样性指数如表1所示，其中，Shannon 指数和Simpson 指数表征微生物群落的多样性，Observed species指数表征微生物群落的丰富度。可以看出，CW-MFC1系统中各部位的微生物群落多样性和丰富度排序为阴极表面＞植物根系表面＞阳极表面＞火山岩填料表面，而CW-MFC2系统中微生物多样性排序为阳极表面＞植物根系表面＞火山岩填料表面≈阴极表面，微生物丰富度排序为阳极表面＞火山岩填料表面＞植物根系表面＞阴极表面。由此可见，SDBS 可影响CW-MFC 系统内部微生物群落多样性的空间分布特征。与CW-MFC1系统相比，CW-MFC2系统火山岩填料和阳极表面的Shannon 指数分别提高了39.62%和25%，Simpson 指数分别提高了9.84%和11.49%，Observed species指数分别提高了40.73%和12.43%，而植物根系和MFC 阴极表面的Shannon 指数却分别降低了23.86%和44.88%，Simpson 指数分别降低了12.37%和23.47%，Observed species 指数分别降低了18.68%和43.64%。这说明SDBS可促进火山岩填料和MFC阳极表面的微生物群落多样性和丰富度，但是却会抑制植物根系和MFC 阴极表面的微生物群落多样性。推测这可能与好氧/厌氧环境有关，CW-MFC 系统底部（火山岩填料层和MFC 阳极）以厌氧/缺氧环境为主，而植物根系由于泌氧作用其表面为好氧环境，MFC 阴极区域由于湿地填料表层大气复氧作用亦为好氧环境。这说明SDBS对厌氧微生物群落多样性具有促进作用，但是对好氧微生物群落多样性具有抑制作用。

表1 CW-MFC系统微生物群落多样性指数Table 1 Microbial community diversity index of CW-MFC system

通过绘制OTU 分布Venn 图，对CW-MFC 系统中各部位微生物群落组成的相似性和特异性进行分析，结果如图4 所示。CW-MFC1共注释到OTUs 7 477个，其中共有OTUs 502 个，占比6.71%，CW-MFC2共注释到OTUs 6 598 个，其中共有OTUs 387 个，占比5.87%。分部位来看，就植物根系表面OTUs 数目而言，CW-MFC2较CW-MFC1低18.19%；就火山岩填料表面OTUs 数目而言，CW-MFC2较CW-MFC1高26.57%；就阳极表面OTUs 数目而言，CW-MFC2较CW-MFC1高11.06%；就阴极表面OTUs 数目而言，CW-MFC2较CW-MFC1低44.86%。这进一步证实SDBS 对CW-MFC 系统各部位的微生物群落组成均有不同程度的影响，其中对阴极表面微生物群落组成影响最大，并对微生物群落的生长表现出抑制作用；其次是火山岩填料表面，并对微生物群落的生长表现出促进作用。

图4 CW-MFC1（a）和CW-MFC2（b）系统各部位微生物OTUs分布Venn图Figure 4 Venn diagram of microbial OTUs distribution in various parts of the CW-MFC1（a）and CW-MFC2（b）systems

基于Unweighted unifra距离算法进行主坐标分析（PCoA），以探究CW-MFC 系统不同部位微生物群落组成的差异性和相似性，结果如图5（a）所示。主成分1 和2 分别解释了28.02%和7.76%的总群落变化。植物根系表面（P.1、P.2）、火山岩填料表面（T.1、T.2）、阳极表面（A.1、A.2）和阴极表面（C.1、C.2）的微生物样本之间相距较远，表明CW-MFC系统中不同部位的微生物群落组成差异显著，同时，P.1 与P.2、T.1 与T.2、A.1 与A.2、C.1 与C.2 之间存在明显分离，这进一步证明SDBS浓度显著影响了CW-MFC系统的微生物群落组成，尤其是MFC阴极表面的微生物群落组成。

基于Unweighted unifrac 距离对OTUs数据进行聚类分析，结果如图5（b）所示，样本T.1、T.2、P.1、P.2 聚为一支，A.1、A.2、C.1、C.2 聚为一支，这说明火山岩填料和植物根系表面微生物群落进化关系距离较近，MFC 阳极和阴极表面的微生物群落进化关系距离较近。此外，与CW-MFC1相比，CW-MFC2系统各部位Bacteroidota（拟杆菌门）的相对丰度明显增加，尤其是在MFC 阴极表面，可见SDBS 作为碳源能够促进Bacteroidota 富集生长。Bacteroidota 是湿地中最常检测到的微生物菌门，在氮循环以及有机物降解中起到重要作用[15]，同时，Bacteroidota 中的许多微生物是电化学活性细菌，可以直接或间接地参与电子转移[16]，这也部分解释了SDBS 对CW-MFC 系统电化学性能的促进作用（图3）。

2.2.2 微生物群落结构差异性分析

CW-MFC 系统门水平微生物群落结构如图6（a）所示，可以看出CW-MFC 系统优势菌门为Proteobacteria（变形菌门）、Bacteroidota、Desulfobacteroidota（脱硫弧菌门），其相对丰度总和占全部的78.42%～94.23%。其中Proteobacteria 丰度最高，在各样本中占比39.54%～91.24%。Proteobacteria 在湿地系统中对有机物降解和脱氮除磷起着重要作用，Bacteroidota被认为是CW-MFC 系统中常见的优势菌[17]，在厌氧环境条件下可有效降解污染物[18]。Desulfobacteroidota 能以硫酸盐（）、亚硫酸盐（）、硫代硫酸盐（）硫化合物作为电子受体，对LAS的中间降解产物乙醇、富马酸盐等进行不完全发酵，将其进一步分解成二氧化碳和水[19]。此外，还发现了Chloroflexi（绿弯菌门）、Acidobacteriota（酸杆菌门）、Actinobacteria（放线菌门）等重要的有机物降解微生物。Wu等[20]使用厌氧氨氧化工艺处理垃圾渗滤液，发现Chloroflexi可以使垃圾渗滤液中的难降解有机质转化为易降解有机质，从而促进厌氧氨氧化工艺的深度脱氮。Lu等[21]和Militon 等[22]提出Actinobacteria 在石油烃类和脂肪烃类污染物的生物降解中具有关键作用。Han等[23]发现，Acidobacteriota 作为优势菌门，可以有效参与喹诺酮类抗生素氧氟沙星和环丙沙星的降解。

受SDBS 的影响，Proteobacteria、Bacteroidota、Desulfobacteroidota 各菌门在系统内各部位相对丰度发生了变化，具体为：Proteobacteria 的相对丰度在植物根系表面几乎不变，在MFC 阳极表面增加了24.39%，而在火山岩填料表面和MFC 阴极表面分别减少了11.50%和26.36%；Bacteroidota 的相对丰度在植物根系、火山岩填料和MFC 阴极表面分别减少了2.44%、2.11%和44.31%，而在MFC 阳极表面几乎不变；Desulfobacteroidota 的相对丰度在MFC 阴极表面减少了30.01%，而在植物根系、火山岩填料和MFC 阳极表面几乎不变。

分析微生物群落在CW-MFC 系统中的空间分布规律，发现在火山岩填料表面变形菌门Proteobacteria的相对丰度最大，均高达80%以上；在MFC 阴极表面拟杆菌门Bacteroidota 的相对丰度最大，占比约为7.66～51.97%；在MFC 阳极表面脱硫杆菌门Desulfobacteroidota 的相对丰度最大，占比约为10.77%～40.78%。因此推测Proteobacteria、Bacteroidota 和Desulfobacteroidota 分别在火山岩填料、MFC阴极和MFC阳极部位的SDBS降解中发挥着重要作用。

EAB 是MFC 中驱动污染物降解转化的主要生物催化剂[24]，EAB 能够进行细胞外电子转移，具有给予或接受电子的能力[25]，可以催化氧化底物产生电子，将其代谢的电子传输至阳极，从而实现有机物的降解和电能的转化。EAB 主要包括四大类，Proteobacteria、Bacteroidota、Firmicutes（厚壁菌门）、Acidobacteriota。阳极是CW-MFC 系统中微生物产电的主要场所，CW-MFC1和CW-MFC2系统中阳极EAB 均为Proteobacteria 相对丰度最大，占总EAB 丰度分别高达83.3%和85.9%，可见Proteobacteria 对CW-MFC 产电的贡献较大。与CW-MFC1系统相比，CW-MFC2系统阳极区总EAB 的丰度显著提高56.7%，由于SDBS 在一定程度上改善了CW-MFC 系统的电化学性能，由此推测，SDBS 可以通过促进EAB 的生长而提高CWMFC系统的电化学性能。

为了进一步探索SDBS 对微生物群落变化的影响，对属水平的微生物群落结构进行了分析研究。如图6（b）所示，总体来看，CW-MFC 系统内各部位微生物群落组成差异较大，其中优势菌属是Aeromonas、Cloacibacterium、Geobacter（地杆菌属），相对丰度分别为3.18%～77.66%、0.19%～49.31%、0.06%～38.70%。CW-MFC1和CW-MFC2中各部位微生物群落结构组成有较大差异，SDBS 的存在对部分微生物具有选择性促进作用，而对部分微生物具有抑制作用，具体为：加入SDBS 后，MFC 阳极表面中Geobacter、Acinetobacter（不动杆菌属）相对丰度降低，Zoogloea（菌胶团）、Dechloromonas（脱氯单胞菌）、Hydrogenophaga（氢噬胞菌属）相对丰度增大；MFC阴极表面中Methylophilaceae（嗜甲基菌）相对丰度降低，Cloacibacterium（泄殖腔杆菌）、Rhodobacter（红杆菌属）、Gemmobacter（芽殖杆菌属）相对丰度增大；植物根系表面Xylophilus（嗜木杆菌属）相对丰度降低、Azospira（固氮螺菌属）相对丰度升高；填料表面Aeromonas（气单胞菌属）相对丰度降低，Novispirillum（诺维螺旋菌属）相对丰度升高。Okada 等[26]报道称Zoogloea、Dechloromonas、Hydrogenophaga是LAS 的降解相关菌。Hassan 等[27]发现在MFC 中，Cloacibacterium可促进苯酚降解。Freire 等[28]同样发现，红环科（Rhodobacter、Gemmobacter等）相对丰度随LAS浓度的升高而增大。Zheng等[29]证明Azospira属在生物膜反应器中具有良好的异养反硝化作用。Novispirillum隶属于α-变形菌，常在废水中被检测到，具有降解偶氮染料的能力[30]。

迄今为止，已有研究在厌氧流化床、膨胀颗粒污泥床等反应器中验证了多种LAS 降解菌，包括Bacteroides（拟杆菌属）、Cytophaga（噬纤维菌属）、Syntrophus（互养菌属）、Clostridium（梭状芽孢杆菌属）等，具体信息见表2。在本研究中，CW-MFC 系统中检测到的SDBS 降解相关菌属有7 个，其中1 个属（Geobacter）被认为可以进行β/ω氧化过程，3个属[Aeromonas、Acinetobacter、Desulfovibrio（脱硫弧菌属）]可以进行脱磺酸过程，3 个属（Hydrogenophaga、Zoogloea、Dechloromonas）可以进行苯环裂解。除了Geobacter和Desulfovibrio属于厌氧菌属，其余均为好氧菌属。由此推测，SDBS 在CW-MFC 系统中的微生物降解以好氧降解为主，但也存在厌氧降解过程。对CW-MFC2系统中SDBS 降解相关菌属相对丰度的空间分布进行分析，结果如表3 所示。发现火山岩填料表面SDBS 降解菌属的相对丰度最大，分别是植物根系表面、MFC阳极表面和MFC 阴极表面的1.25、2.33 倍和3.46 倍。火山岩填料具有丰富的孔隙结构和发达的比表面积，对污染物具有较高的吸附能力，两者均有利于SDBS降解相关微生物在火山岩填料表面富集生长。

表3 本研究中CW-MFC系统中SDBS降解相关菌属相对丰度的空间分布（%）Table 3 Spatial distribution of relative abundance of SDBS degradation related bacteria in the CW-MFC system of this study（%）

3 结论

（1）十二烷基苯磺酸钠（SDBS）改变了人工湿地-微生物燃料电池（CW-MFC）系统内部微生物群落的空间分布规律，促进了火山岩填料和阳极表面等厌氧环境下的微生物群落丰富度和多样性，而对植物根系和阴极表面等好氧环境下的微生物群落多样性产生了抑制。

（2）CW-MFC 系统中电化学活性菌（EAB）对SDBS 的抗性比其他微生物物种更强，SDBS 可以通过促进EAB的生长而提高CW-MFC系统的电化学性能。

（3）CW-MFC 系统中有7个SDBS降解相关菌属：Geobacter可参与β/ω 氧化过程，Aeromonas、Acinetobacter、Desulfovibrio可参与脱磺酸过程，Hydrogenophaga、Zoogloea、Dechloromonas可参与苯环裂解过程。其中，Geobacter、Desulfovibrio为厌氧菌属，其余为好氧菌属。

（4）CW-MFC 系统在处理SDBS 过程中其火山岩填料表面、阴极表面和阳极表面的优势菌门分别为Proteobacteria、Bacteroidota 和Desulfobacteroidota，其中，火山岩填料表面SDBS 降解相关菌属相对丰度最高。