臭氧胁迫对两种榕树幼苗BVOCs释放的短期影响

姬建波，何 禾，宋晓伟，谢晓蓉，杨宗德

（1. 海南大学 生态与环境学院，海口 570228; 2. 海南大学 环南海陆域生物多样性研究中心，海口 570228;3. 海南省霸王岭林业局，海南 昌江 572722）

植物源挥发性有机物（Biogenic Volatile Organic Compounds, BVOCs）是大气挥发性有机物的重要组成部分，是碳素循环的重要一环，也是对流层O3、气溶胶和其他二次污染物等形成的重要前体物质[1-3]。植物叶片细胞质体中的甲基赤藓糖醇磷酸酯途径（MEP）为异戊二烯和单萜烯的合成提供前体物质，而细胞质和内质网中的甲羟戊酸途径（MVA）则为倍半萜烯提供前体[4]，两种途径都需要光合作用产物。因此，BVOCs释放与光照强度、植物生理活动等紧密相关[5-6]。近年来，全球气候变化导致的温度、光照、降水及对流层O3浓度的改变[7]，均会导致植物BVOCs释放速率的改变。其中O3浓度水平及作用时间对植物BVOCs释放具有显著影响，但这种影响因不同物种表现出明显差异性[8-9]。当O3浓度升高时，杂交的美洲黑杨（Populus deltoides）异戊二烯释放和垂枝桦（Betula pendula）单萜烯释放均与O3作用浓度显著负相关[10-11]；苏格兰松（Pinus sylvestrisL.）的单萜类物质释放则会随着O3浓度升高而显著增加[12]；而杂交落叶松（Larix kaempferi）挥发性有机物的释放不会受到O3作用[13]。O3浓度改变不仅对植物地上部分产生影响，也会因植物整体代谢活动的变化而导致植物地下部分BVOCs释放的改变[14-15]。Rasheed等[16]对欧洲赤松（Pinus sylvestris）的研究发现，其根系柠檬烯的释放因O3胁迫而显著降低。不同类型挥发性有机物受到O3胁迫时会表现出不同的变化[11]，为了更深入地了解O3对植物BVOCs释放的影响，学者们针对单萜中可能与O3紧密相关的单萜烯烃（MTs）和含氧单萜（OTs），分析O3浓度变化对二者的不同影响[17]。同时，O3胁迫下植株地上和地下部分生理状态改变，进而导致以BVOCs形式释放的碳占植物光合作用同化碳的比例（BVOC-C损失比）[18]发生改变。全面分析O3胁迫下植物地上和地下生理状态、BVOCs释放和BVOC-C损失比例的改变，有助于深入讨论和比较O3浓度升高对植物的整体影响。

桑科榕属（Ficus）植物在我国热带、亚热带地区广泛分布，也是该区域城市绿地植物选择的主要物种。研究表明，榕树普遍具有较高的BVOCs释放速率[19]，广泛种植的榕树具有较高的BVOCs释放潜力，但围绕不同环境因子对榕树BVOCs释放影响的研究较少，O3浓度升高对榕树地上、地下BVOCs释放的影响尚不明确。因此，了解榕树植物在未来的大气O3浓度的升高条件下的响应，开展榕树BVOCs释放研究工作，分析O3浓度升高对榕树BVOCs释放的影响，探讨地上、地下BVOCs释放与光合参数、土壤呼吸的关联，对评估城市重点区域绿地环境质量，了解环境空气质量变化下榕树BVOCs释放的变化特征和响应机制具有重要意义。本研究以两种桑科榕树幼苗黄葛树（Ficus virens）和雅榕（Ficus concinna）幼苗为实验对象，通过开顶式气室（OTC）O3熏气实验，采用顶空采样法收集BVOCs气体，利用热脱附-气相色谱/质谱联用法对其进行分离鉴定，探讨以下几方面：（1）O3胁迫时，地上和地下部分BVOCs释放如何变化；（2）O3胁迫过程中，地上和地下BVOCs释放与植物光合参数和土壤呼吸速率的关联；（3）O3胁迫对地上和地下BVOC-C损失比例产生怎样的影响。

1 材料与方法

1.1 实验材料 2021年12月，将1年生黄葛树（F. virens）和雅榕（F. concinna）幼苗种植于直径23 cm、高25 cm的花盆中，盆中土壤取自儋州西庆农场（109°28′23.25″E, 19°35′23.49″N）。土壤理化性质为：土壤pH（4.10±0.05），有机质（SOM）1.69%±0.40%，总氮（T-N）（1.80±0.05） g·kg-1，总磷（T-P）（0.21±0.05） g·kg-1，碱解氮（AH-N）（53.01±2.67） mg·kg-1，有效磷（A-P）（44.97±7.14） mg·kg-1。缓苗3个月后进行臭氧胁迫实验。

1.2 实验设置 根据海口市环境空气最大8 h平均第90百分位数O3浓度[20]设置对照组，以欧盟使用的累积O3暴露量AOT40为标准[21-22]，设置3个实验处理组，即以环境O3浓度为对照组（Control）、环境O3浓度增加78 μg·m-3（约40 nmol·mol-1）为低浓度处理组（Low）、环境大气O3浓度增加156 μg·m-3（约80 nmol·mol-1）为高浓度处理组（High）。每组处理6个重复。

2022年3月，选取长势基本一致的黄葛树、雅榕各18株进行O3熏气实验。熏气实验装置由O3发生器（AZ-500MG, China）通过PTFE管与开顶式气室（OTC）连接而成，其中O3浓度由气体分流阀控制，并从OTC底部注入，其内有气扇混合内部空气（图1）。熏气过程中用便携式O3检测仪（AS8908, China）实时监测O3浓度。每日9:00—17:00进行不间断O3熏气，累计熏气6 d，期间每2天浇水1次，每次每盆浇水500～800 mL。

图1 两种榕树幼苗叶面与根系BVOCs释放示意图

1.3 BVOCs样品的采集 O3熏气实验结束后选择晴朗无风天气，于中午12:00—14:00对所有植物幼苗进行BVOCs气体采样和叶片光合参数的测定。地上BVOCs气体采集流程为：在透明的5 L特氟龙采样袋的上下两端开孔插入PTFE管，套于待测部位并做好密封。下端用空气过滤组（依次为活性炭、变色硅胶、二氧化锰）过滤进入采样袋内空气。开始采样前先接入上端抽气泵，密封下端进气口将采样袋内抽气至近似真空；抽气结束后断开抽气泵，密封上端的导气管，接入下端的进气泵向采样带内送气至完全膨胀。结束后断开气泵，上端依次接入采样管（Tenax TA+ a Graphitised Carbon Black, Markes, UK）和大气采样仪（QC-2B, China），以1 L·min-1的气体采集流速，采样30 min。地上部分采样结束后从盆中取出幼苗，清理根系覆土，用相同方法采集幼苗根系BVOCs气体。植物幼苗地上、地下BVOCs气体采样结束后，于实验室内4℃低温保存，一周内进行气体样品的分离与鉴定。

1.4 BVOCs样品的分离与鉴定 采用热脱附-气相色谱质谱联用法（GC-MS, 7890A-5975C, USA）对采样管内BVOCs样品进行分离鉴定[23-24]。先将样品管插入热脱附仪，在冷阱温度-10 ℃，脱附温度250 ℃条件下，进行脱附。升温程序为初始温度50 ℃，以5 ℃·min-1升至100 ℃并保持5 min，以2 ℃·min-1升至120 ℃并保持5 min，再以2 ℃·min-1升至160 ℃，最后以10 ℃·min-1升温至180 ℃；进样口温度为250 ℃，不分流进样方式，载气为氦气，流量1 mL·min-1；EI离子源，温度230℃；电子能量70 eV；质量扫描范围12～550 amu；MS Quad 温度150 ℃。在MS化学工作站中对总离子流图自动积分，采用NIST 2013标准谱库对检出的物质进行初步定性。此外，应用科瓦茨保留指数（Kovats’ Retention Index）辅助定性。根据不同的待测物质分别采用外标法或内标法进行定量分析，得到不同化学物质的质量/μg。定性定量分析后将物质归类为5个组分：ISO（异戊二烯）、OTs（含氧单萜）、MTs（单萜烯烃）、STs（倍半萜烯）和OVOCs（其他BVOCs），总BVOCs释放用TBVOCs表示。

1.5 BVOCs释放相关指标的测定 地上BVOCs气体采样同时，6株幼苗每株均选取3片以上的健康成熟叶片测定其净光合速率（Pn）、气孔导度（Gs）、细胞间二氧化碳浓度（Ci）、蒸腾速率（Tr），每片叶片测定5次以上。光合参数的测定采用Li-6 400光合作用仪（Li-Cor Inc., USA），预实验确定环境背景值，使用2×3红蓝光源叶室，光强设置为1 200 μmol·m-2·s-1，CO2浓度为380±10 μmol·m-2·s-1[25]。地下BVOCs气体采样同时，用Li-8100（Li-Cor Inc., USA）在取出幼苗的花盆内测定土壤呼吸速率（Rs）。

1.6 BVOCs释放速率和BVOC-C损失比例的计算 地上、地下气体采样结束，将幼苗叶片和根部分离，分别置于烘箱80 ℃连续烘干72 h，用电子天平称取干质量m（g），计算t= 0.5 h各化学物质的释放速率（1），并根据Pn、Rs等计算BVOC-C损失比例[26]（2）、（3）。

式中，CV地上、CV地下分别为处理中所有植物地上和地下部分以BVOCs形式释放的碳；CPn是各处理中植物地上部分净光合作用同化的碳量；CSP是处理中所有植物地下部分呼吸排放的碳。

1.7 数据分析 所有数据使用Excel整理，用SPSS 26和Origin 2021进行数据处理。分析前对数据进行方差齐性检验和正态性检验。采用单因素方差分析比较平均值，数值表示为均值±标准差（Mean±SD），不同处理间的差异采用Duncan多重比较检验，物种间的差异采用独立样本t检验。如数据满足正态性检验，采用Person相关性分析；如不符合正态分布则用Spearman相关性分析验证结果。主成分分析采用Origin 2021制图。

2 结果与分析

2.1 O3胁迫对两种榕树幼苗光合参数和土壤呼吸速率的影响 比较黄葛树、雅榕对照组（Control）光合参数的差异性，黄葛树净光合速率（Pn）和水分利用率（WUE）显著大于雅榕，但两物种气孔导度（Gs）、细胞间CO2浓度（Ci）和蒸腾速率（Tr）无显著差异（图2）。两种浓度O3胁迫对黄葛树（F.virens）幼苗Pn、Tr、WUE均有显著（P＜0.05）负面影响，而Gs、Ci则在高浓度（High）O3浓度下显著（P＜0.05）降低了44.07%和17.84%。雅榕幼苗O3胁迫条件下，Pn、Gs、Tr、WUE均随O3浓度升高显著（P＜0.05）降低，Ci则在O3胁迫条件下无显著变化。O3胁迫显著抑制土壤呼吸速率（Rs）。在对照组Rs无显著性差异的情况下，两种榕树幼苗Rs均随O3浓度的升高而降低。

图2 不同浓度O3胁迫对两种榕树幼苗光合参数和土壤呼吸速率的影响

2.2 O3胁迫条件下两种榕树幼苗BVOCs的释放地上部分，对照组黄葛树地上部分释放17种化合物，其中以MTs和ISO释放为主，无OTs释放（图3、4）；雅榕释放的20种物质中ISO是最主要物质，占总量一半以上，OTs约占2%（图3）。两种榕树幼苗在O3胁迫后，T-BVOCs、ISO、MTs、STs和OVOCs的释放速率显著降低（P＜0.05），仅有OTs的释放种类及速率则增加。O3胁迫后黄葛树幼苗共释放出3种OTs，分别为桉叶油醇、樟脑和芳樟醇，低浓度和高浓度处理组释放速率分别达1.47、1.84、1.52和0.78、1.46、0.83 μg·g-1·h-1（图4）。雅榕幼苗处理组的OTs释放中则增加了桉叶油醇、龙脑和4-萜烯醇，低浓度处理组OTs释放速率显著（P＜0.05）高于高浓度组，且两种浓度下雅榕幼苗的OTs释放速率均显著（P＜0.05）大于黄葛树幼苗（图4，表1）。

表1 不同浓度O3胁迫下黄葛树（F. virens）幼苗含氧单萜（OTs）释放速率

图3 不同浓度O3胁迫对两种榕树幼苗地上、地下BVOCs释放5个组分所占比重的影响

图4 不同浓度O3胁迫对两种榕树幼苗地上部分BVOCs释放的影响

地下部分，两种榕树幼苗地下部分均无ISO释放，OTs和MTs是二者地下BVOCs释放的主要组分（图3、5）。O3胁迫后黄葛树幼苗地下部分出现樟脑、桉叶油醇、芳樟醇的释放速率增加（表2），而雅榕幼苗地下4-萜烯醇和松油醇的释放速率分别增加了2.23和0.69 μg·g-1·h-1，此外还出现香芹酮的释放（表2）。低浓度O3胁迫下黄葛树幼苗因OTs的过量释放（472%～510%），T-BVOCs释放速率升高了32.7%～40.3%，而雅榕幼苗虽有OTs释放速率和种类的增加，但总体上低浓度O3对其地下T-BVOCs释放具有显著（P＜0.05）负面影响。

表2 不同浓度O3胁迫下雅榕（F. concinna）幼苗含氧单萜（OTs）释放速率

总体来看，高浓度O3胁迫对两种榕树幼苗地下各组分BVOCs释放均为显著（P＜0.05）负面影响（图5）。与黄葛树幼苗相比，雅榕幼苗本身具有一定的OTs的释放能力，且在O3胁迫下雅榕幼苗OTs释放速率更高。这表明雅榕幼苗具有更强的OTs释放能力，并通过含氧或其他反应性较低的化合物释放，将进入植物体内的强氧化物质排出体外。

图5 不同浓度O3胁迫对两种榕树幼苗地下部分BVOCs释放的影响

2.3 BVOCs释放与光合参数的关联 地上部分，不同浓度O3胁迫黄葛树幼苗BVOCs释放速率与光合参数的相关性较雅榕幼苗更强（表3）。黄葛树地上部分T-BVOCs、ISO、MTs、STs、OVOCs释放与Pn、Tr呈显著或极显著（P＜0.05或P＜0.01）正相关性，雅榕地上部分T-BVOCs、ISO、MTs、STs、OVOCs仅与Pn呈显著（P＜0.05）正相关，两种榕树幼苗OTs释放速率均与Pn呈显著（P＜0.05）负相关。黄葛树幼苗各组分BVOCs释放速率与Gs、Ci、Tr的相关性高于雅榕幼苗。两种榕树幼苗地上主成分分析结果显示（图6），对照组与两个处理组间具有显著（P＜0.05）差异性。黄葛树幼苗在贡献率65.8%的主成分1中，T-BVOCs、ISO、MTs、STs、OVOCs释放速率与Pn呈显著正相关；雅榕幼苗则在贡献率58%的主成分1中，OTs与Pn、Tr呈显著或极显著（P＜0.05或P＜0.01）负相关，T-BVOCs、ISO、MTs、STs、OVOCs释放均与Pn呈显著或极显著（P＜0.05或P＜0.01）正相关。

表3 两种榕树幼苗地上、地下植物源挥发性有机物释放与光合参数和土壤呼吸速率的相关性

图6 不同O3浓度胁迫下两种榕树幼苗地上（上图）、地下（下图）BVOCs释放速率与相关因子的主成分分析

地下部分，黄葛树幼苗BVOCs释放与光合参数的相关性指数同样高于雅榕幼苗（表3）。黄葛树T-BVOCs释放速率与Pn呈显著（P＜0.05）正相关，MTs、STs、OVOCs释放速率与Pn、Tr和Rs均呈显著或极显著（P＜0.05或P＜0.01）正相关；雅榕幼苗STs释放速率与Pn显著（P＜0.05）正相关，T-BVOCs、MTs、STs、OVOCs释放速率与Rs呈极显著（P＜0.01）正相关。黄葛树幼苗地下各组分BVOCs释放速率与光合参数的相关性同样高于雅榕幼苗。主成分分析结果显示（图6），对照组、低浓度处理组和高浓度处理组间均有显著（P＜0.05）差异性。黄葛树和雅榕幼苗主成分1的贡献率分别为63.4%和58.5%，黄葛树幼苗表现出MTs、STs、OVOCs与Pn、Tr和Rs的极显著（P＜0.01）正相关，而雅榕幼苗T-BVOCs、MTs、STs、OVOCs仅与Rs呈极显著（P＜0.01）正相关。

2.4 O3胁迫下植物系统的BVOC-C损失比例变化 两种榕树幼苗的地上和地下BVOC-C损失比例有所差异，黄葛树幼苗地上地下BVOC-C损失比例显著（P＜0.05）高于雅榕幼苗（图7）。黄葛树幼苗地上和地下BVOC-C损失比例在低浓度O3显著（P＜0.05）升高了25.36%，地下部分无显著变化，高浓度O3胁迫地上和地下BVOC-C损失比例则显著（P＜0.05）降低了31.88%和48.26%。雅榕幼苗与黄葛树幼苗不同，在低浓度O3胁迫下地上和地下BVOC-C损失比例均显著下降53.1%和54.5%，高浓度O3胁迫后则下降79.1%和89.3%。总体上，低浓度O3胁迫增加了黄葛树幼苗的地上、地下BVOC-C损失比例，高浓度则显著（P＜0.05）降低；雅榕幼苗在两种浓度O3条件下地上和地下BVOC-C损失比例均显著或极显著（P＜0.05或P＜0.01）降低。

图7 不同O3浓度胁迫对两种榕树地上、地下部分BVOC-C损失比例的影响

3 讨 论

3.1 O3胁迫对BVOCs释放的影响 雅榕与黄葛树幼苗均具有较高的BVOCs释放潜力，但二者释放种类不同且速率各异。虽然BVOCs排放率在不同榕属物种的研究中存在显著差异，但榕属一直被认为是一个BVOCs高释放种属[19，27]。O3胁迫可以改变榕树幼苗地上部分BVOCs的释放，除OTs释放速率升高，T-BVOCs、ISO、MTs、STs和OVOCs的释放速率均显著降低。O3会抑制或破坏BVOCs合成酶的活性从而影响BVOCs的释放，ISO释放量随O3浓度增加表现出的线性下降，也可能是由植物的氧化还原机制引起的[28]。另外，植物地下部分释放的BVOCs主要来自于土壤微生物和植物根系[29]，植物整体的代谢活动和土壤呼吸作用能共同影响这一过程[14]。O3胁迫条件下，植物地上部分Pn、Gs、Tr、WUE等光合参数受到抑制，碳的净吸收均显著降低，地上部分的植物叶片以及地下部分的微生物和根系以BVOCs的形式释放碳也显著降低[30]，进而平衡碳损失，降低环境胁迫对植物的伤害。

分别讨论单萜烯烃（MTs）和含氧单萜（OTs）有助于更深入地了解O3对植物BVOCs释放的影响。实验中黄葛树和雅榕幼苗均在O3胁迫后均表现出OTs（樟脑、芳樟醇、4-萜烯醇、桉叶油醇）的过量释放，这种现象在黄葛树幼苗低浓度O3胁迫后尤为突出。BVOCs中的萜烯类化合物可以直接作为叶片的抗氧化剂，以降低叶片氧化物的累积[8]。对于OTs而言，O3胁迫后两种榕树幼苗地上和地下部分均出现已有OTs化学物质释放速率的增加和新化学物质的产生。当植物暴露在O3中时，含有烯烃官能团的生物挥发性有机化合物，如单萜烯和倍半萜烯，可能在植物内部或外部被氧化，导致氧化物的形成并进一步分解为羰基化合物[31]。另外在O3升高或其他环境条件胁迫导致的对光合作用的抑制作用下，一些特殊化合物，如一些醇类、酚类、酮类化合物或其他单萜类物质的释放明显增加[32-33]，这些大多是由光合作用调节的植物防御化合物[34]。因此，针对现有研究中不同类型BVOCs受到O3胁迫后表现出不同的变化以及O3暴露下植物总单萜释放的显著增加[35]的现象，可能是由于总单萜中含氧单萜（OTs）等化合物增加导致的。

低剂量往往对植物有诱导刺激作用，而高剂量则导致抑制或不利影响。根据激素模型，略高于植物适应浓度的O3浓度可以对植物产生积极影响，但过高的浓度对于植物的影响是消极的[36-37]。研究结果显示，两种榕树幼苗地上、地下OTs释放速率在低浓度O3胁迫下升高，而高浓度O3胁迫则显著抑制OTs释放；比较同种植物幼苗的其他4种BVOCs组分释放速率后发现，高浓度O3胁迫对其抑制作用大于低浓度。因此，OTs释放速率在低浓度O3条件下的非抑制作用，也可能符合激素模型。但植物由刺激作用向抑制作用转变的O3浓度阈值，仍需细化O3浓度梯度实验进一步研究。

3.2 BVOCs释放与光合参数和土壤呼吸速率的关联 相关性分析表明，Pn和Gs是两种榕树幼苗地上BVOCs释放的重要因子。马慧燕等[24]的研究发现Pn与幼苗BVOCs释放关系最为密切，其次是Gs；高峰等的研究同样指出，植物在抵御O3、干旱等环境胁迫时，通常的反应是降低自身的光合速率和关闭气孔[38]。而光合作用不仅为植物BVOCs合成提供能量，还能为异戊二烯和单萜烯的合成提供充足的重要C5前体[39]。气孔则作为植物光合作用和呼吸作用的主要器官，是叶片水分控制和气体交换的重要通道，O3通过气孔进入植物叶片细胞后会降低核酮糖-1，5-二磷酸羧化/加氧酶的活性并诱导细胞脂质过氧化，缩短叶片寿命[40-41]。植物在急性O3暴露下Pn、Gs显著降低[42]以减少氧化气体对叶片的损害，榕树幼苗叶片光合参数均显著降低，榕树幼苗各组分BVOCs释放速率均随光合参数的降低显著降低。

植物根呼吸在土壤总呼吸中占很高比例，根呼吸速率的变化不仅受温度影响，还与植被的生理活性密切相关[43]，任何影响光合作用的环境因子均可间接改变根呼吸速率[44]。在植物-土壤系统中，发生在质体中的甲基赤藓糖醇磷酸酯（MEP）过程是植物根部活性成分合成的主要途径[45]。O3胁迫下榕树幼苗光合指标显著降低，植物-土壤系统受到显著负面影响，植物地下部分BVOCs的释放因植物整体代谢活动的变化而变化[15]。因此，在控制土壤温湿度不变的实验条件下，榕树幼苗根系代谢活动在O3胁迫条件下的显著降低是其根系土壤呼吸速率降低的重要原因，榕树幼苗地下BVOCs释放速率与土壤呼吸速率显著正相关。

3.3 O3胁迫对BVOC-C损失比例的影响 关于BVOC-C损失比例的研究，目前主要集中于叶面水平，如针叶树种在春季O3胁迫的研究同样揭示了叶面BVOC-C损失比例受到的负面影响[26]。正常条件下，叶面水平的BVOC-C损失的比例约在0.01%～10%之间[46-47]。试验中两种榕树幼苗BVOC-C损失比例因物种而有所差异，其范围均在0.01%～10%之间，与环境压力下BVOC-C损失比例可能会增加一个数量级[47]相一致。正常条件和O3胁迫后，雅榕幼苗的地上地下BVOC-C损失比例均小于黄葛树幼苗；雅榕幼苗在O3胁迫条件下地上和地下碳损失显著降低，且相较黄葛树幼苗的降幅更大；低浓度O3胁迫还促进了黄葛树幼苗的地上、地下碳损失的增加。因此，一方面O3胁迫对BVOC-C损失比例的影响因物种而异，另一方面雅榕幼苗具备更强的减少碳损失的能力，从而降低环境胁迫对植物幼苗生长的负面影响；黄葛树幼苗则在O3胁迫中可能面临碳吸收减少和碳损失增加的双重负面影响。

4 结 论

研究表明，O3胁迫显著抑制黄葛树和雅榕幼苗光合作用和各组分BVOCs释放速率，BVOCC损失比例显著降低；特殊的是，低浓度O3对两种榕树幼苗OTs释放和黄葛树幼苗BVOC-C损失比例具有一定促进作用；地上、地下部分不同组分BVOCs释放速率与光合参数、土壤呼吸速率相关性各异，Pn、Gs、Tr等是影响地上BVOCs释放的主要因素，Pn与Rs则主要影响地下BVOCs释放。黄葛树幼苗在低浓度O3条件下OTs的过量释放可能使其面临碳吸收减少和碳损失增加的负面影响，更多活性BVOCs气体的聚集也不利于对区域大气O3浓度的降低。在未来的植物O3胁迫研究中，BVOCs中含氧化合物的重点分析有助于更深入地了解O3对植物BVOCs释放的影响，进一步细化的O3浓度梯度实验有助于更好地理解低剂量的诱导和刺激作用，对植物不同生长发育阶段的实验则有助于比较植物对环境胁迫的抵抗能力。