疏水化淀粉与阴离子乳化剂协同稳定的Pickering乳状液的性质研究

龚 慧，郝花影，翟玉歌，林顺顺，宋晓燕*

（1 贵州大学水稻产业技术研究院 贵阳 550025 2 河南农业大学食品科学技术学院 郑州 450002）

乳状液是由两种互不相溶的液相组成的分散体系，其中一相（内相或分散相）以液滴的形式分散于另一相（外相或连续相）中，通常包括水包油（O/W）和油包水（W/O）两种类型，通过添加乳化剂可提高其稳定性[1]。Pickering 乳状液是用固体颗粒作为乳化剂而得到的乳状液。与传统乳状液相比，Pickering 乳状液成本低，乳化剂用量少，毒害作用小，且具有更强的稳定性[2-4]。Pickering 乳状液在食品、化妆品及工业生产等领域应用前景广阔，受到越来越多学者的关注[5-7]。

常见的食品级固体颗粒乳化剂包括纤维素[8]、蛋白质[9]、淀粉[10]等。其中淀粉作为一种安全性高、颗粒均一的生物可再生资源，逐渐成为颗粒稳定剂的研究热点[11-13]。然而，其天然亲水性，需通过疏水化修饰来提高乳化性。辛烯基琥珀酸酐（Octenyl Succinic Anhydride，OSA）酯化是最有效的方法之一[14]。陆兰芳等[15]对辛烯基琥珀酸酐改性处理后小米淀粉的理化性质和乳化性进行研究，发现改性后淀粉的乳化性能显著提高。Zhu 等[16]用辛烯基琥珀酸酐对大米淀粉进行疏水化改性，并研究淀粉浓度、油相体积等对乳状液稳定性的影响，发现乳状液的物理稳定性和脂质氧化稳定性均随着淀粉浓度和油相浓度的增加而提高。Matos 等[17]利用辛烯基琥珀酸酐改性的大米淀粉微粒制备Pickering 乳状液来包埋白藜芦醇，发现油相体积为50%时白藜芦醇的包埋率可达到90%。

近年来，国内外研究发现颗粒乳化剂和表面活性剂复配可有效提高乳状液的稳定性[18-20]。Nesterenko 等[21]报道了1.8%（质量分数）的二氧化硅和低浓度非离子型表面活性剂司盘80 复配可提高乳状液稳定性。王然等[22]发现，质量浓度为0.04 g/100 mL 的淀粉微粒与1 g/100 mL 酪蛋白酸钠具有良好的协同效果。课题组前期研究了OSA改性淀粉微粒和不同类型表面活性剂复配使用时乳状液的稳定性，发现淀粉微粒与阴离子表面活性剂十二烷基硫酸钠具有较好的复配效果[23]。目前关于淀粉微粒与食品级阴离子表面活性剂联合使用的报道较少。本研究采用OSA 淀粉微粒和羧甲基纤维素钠（Sodium Carboxymethyl Cellulose，CMC）、黄原胶、海藻酸钠、硬脂酸乳酸钠、卡拉胶5 种食品级阴离子表面活性剂协同稳定Pickering 乳状液，探讨OSA 淀粉与5 种表面活性剂的协同效果，以及复配比例对乳状液物理稳定性、粒径分布和微观结构的影响，为新型食品级Pickering 乳状液的开发以及在食品、医药等行业的应用提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

大米淀粉II 优838，实验室自制；辛烯基琥珀酸酐、尼罗红、尼罗蓝，Sigma-Aldrich 试剂公司；葵花籽油，金龙鱼股份有限公司；羧甲基纤维素钠、黄原胶、海藻酸钠、硬脂酸乳酸钠、卡拉胶，购于市场；无水乙醇、NaOH、HCl、异丙醇、硝酸银、酚酞等试剂均为分析纯。

1.2 仪器与设备

FA2004 电子天平，上海良平仪器仪表有限公司；TD5A 台式低速离心机，长沙英泰仪器有限公司；RISE-2008 激光粒度分析仪，济南润之科技有限公司；JSM-6510 扫描电子显微镜，日本尼康公司；IKA T18 ULTRA-TURRAX高速分散器，德国IKA 仪器公司；FV1200 激光扫描共聚焦显微镜，日本奥林巴斯公司。

1.3 方法

1.3.1 水分含量的测定 大米淀粉水分含量的测定参照GB 5009.3-2016 《食品安全国家标准 食品中水分的测定》[24]。

1.3.2 OSA 改性淀粉的制备 将120 g 大米淀粉（干基）分散于280 mL 蒸馏水中，调整pH 值为8.5，搅拌并控制反应温度为35 ℃，逐滴加入用3倍体积无水乙醇稀释的辛烯基琥珀酸酐（淀粉干基的5.0%），2 h 内加完。继续反应（控温35 ℃，调pH 8.0～8.5）3 h，结束后，调pH 值至6.5，离心弃上清液，沉淀物分别用蒸馏水和70%乙醇洗涤2次。将所得淀粉于40 ℃烘箱干燥24 h，粉碎过180目筛，得到OSA 改性淀粉（OS-淀粉）。

1.3.3 OS-淀粉取代度的测定 称取5.0 g 样品于500 mL 烧杯中，用适量的异丙醇润湿，加入25 mL 2.5 mol/L 的盐酸异丙醇溶液，磁力搅拌30 min 后，加入100 mL 90%的异丙醇溶液继续搅拌10 min。反应结束后，将样品移入布氏漏斗，用90%的异丙醇溶液进行洗涤直至无Cl-（用0.1 mol/L 硝酸银检验至无白色沉淀）。然后将洗涤完成的样品移入烧杯中，加入300 mL 蒸馏水，同时设置空白对照组，沸水浴20 min 后，加入酚酞指示剂，趁热用0.1 mol/L NaOH 标准溶液滴定至粉红色，记录消耗NaOH 标准溶液的体积。取代度计算公式：

式中：A——消耗NaOH 标准溶液的体积，mL；M——NaOH 浓度，mol/L；W——样品的质量，g。

1.3.4 扫描电镜观察淀粉结构 将样品均匀地分散在导电胶上，喷金后在5 000 倍下进行观察并拍照。

1.3.5 OS-淀粉和不同阴离子乳化剂协同稳定的乳状液的制备 根据Song 等[25]的方法，并略做修改。分别精确称取2.0% OS-淀粉、2.0%黄原胶、2.0%卡拉胶、2.0% CMC、2.0%海藻酸钠、2.0%硬脂酸乳酸钠、0.5%黄原胶+1.5% OS-淀粉、0.5%卡拉胶+1.5% OS-淀粉、0.5% CMC+1.5% OS-淀粉、0.5%海藻酸钠+1.5% OS-淀粉、0.5%硬脂酸乳酸钠+1.5% OS-淀粉，用蒸馏水分散乳化剂，加入50%（体积分数）的葵花籽油，用高速分散器以12 000 r/min 分散3.0 min 制备乳状液。

1.3.6 OS-淀粉和黄原胶、CMC 稳定的乳状液的制备 准确称取不同质量的OS-淀粉、黄原胶和CMC 并分散于蒸馏水，加入50%（相对于整个体系）葵花籽油，用高速分散器以12 000 r/min 分散3.0 min，分别得到OS-淀粉与黄原胶、CMC 复配比例为5∶1，4∶1，3∶1，2∶1，1∶1（乳状液质量比）的乳状液。

1.3.7 乳状液稳定性观察 将制备好的乳状液分装于25 mL 带刻度的试管及20 mL 带盖玻璃瓶中，室温贮藏，定期记录乳相体积，并进行拍照记录。

1.3.8 粒径的测定 采用激光粒度分析仪测定乳状液的粒径分布。以蒸馏水为分散介质，淀粉样品的折射率设置为1.520；水的折射率为1.330；超声时间为30 s；搅拌速率为900 r/min；循环泵的速率为1 500 r/min。

1.3.9 激光共聚焦显微镜观察 采用激光共聚焦显微镜（Confocal laser scanning microscope，CLSM）观察乳状液液滴的微观结构。取少量乳状液液滴于单凹槽载玻片上，然后滴入混合染料进行染色，盖上盖玻片。在488 nm 和633 nm 的激发波长下进行扫描，同时采集图像。混合染料为超纯水溶解的尼罗蓝（0.01%）和异丙醇溶解的尼罗红（0.01%）等体积混合配制而成，现配现用。

1.4 数据处理

采用SPSS 23.0 的Duncan's 多重比较对数据进行方差分析，显著性水平为P＜0.05。

2 结果与分析

2.1 OS-淀粉的微观结构分析

OSA 添加量为5.0%时，可以得到取代度为0.022 的疏水化大米淀粉。改性后的OS-淀粉微粒具有两亲性[26-27]，同时，采用扫描电镜观察了淀粉颗粒的表面结构。如图1 所示，与大米原淀粉相比，OSA 改性仅引起淀粉颗粒表面产生一些孔洞，这是因为疏水化改性首先攻击的是淀粉的表面，并没有破坏其内部结构[28-29]。因此，OS-淀粉能够作为制备Pickering 乳状液的颗粒乳化剂。

图1 淀粉的扫描电镜图Fig.1 SEM images of starch

2.2 OS-淀粉和不同阴离子乳化剂复配对乳状液稳定性的影响

图2 为室温条件下储存7 d 后的乳状液外观照片，相比单独使用OS-淀粉，加入黄原胶后的乳状液无水析出，加入CMC 后的乳状液乳相体积明显增加，加入卡拉胶后的乳状液乳相体积无明显变化，加入海藻酸钠和硬脂酸乳酸钠则未形成乳状液。因此，以下试验采用黄原胶和CMC 分别与OS-淀粉复配制备乳状液。

图2 不同乳化剂对乳状液稳定性的影响Fig.2 Effect of different emulsifiers on emulsion stability

2.3 OS-淀粉和黄原胶不同复配比对乳状液稳定性的影响

图3 和表1 分别为OS-淀粉和黄原胶不同复配比例下的乳状液外观照片及乳相体积数据。由图3 可以看出，室温条件储存30 d 后，相比于单独使用OS-淀粉，淀粉与黄原胶不同复配比例形成的乳状液均无水析出，这可能是因为黄原胶有较高的黏度所致。与表1 所记录的乳相体积数据一致。

表1 OS-淀粉与黄原胶不同复配比对乳状液乳相体积的影响Table 1 Effect of different ratios of OS-starch and xanthan gum on cream volume

图3 OS-淀粉与黄原胶不同复配比稳定的乳状液的稳定性影响（室温下储存30 d）Fig.3 Effect of different ratios of OS-starch and xanthan gum on the stability of emulsions（30 d storage at room temperature）

表2 为室温条件下储存7 d 后的乳状液液滴粒径数据，由表可知，单独使用1%淀粉微粒时，乳状液液滴平均粒径为100.74 μm，当淀粉与黄原胶复配使用时，随着淀粉比例的增加，乳状液液滴粒径呈现先减小后增大的趋势，在淀粉与黄原胶比例为3∶1 时粒径最小，为83.01 μm。王然等[22]研究发现适量的淀粉微粒可以与酪蛋白酸钠产生协同作用，而过量时则会与酪蛋白酸钠在油水界面上产生竞争吸附，进而导致乳状液稳定性变差，粒径增大，与本试验结果一致。

表2 OS-淀粉与黄原胶不同复配比稳定的乳状液粒径分布Table 2 Droplet size distribution of the emulsions stabilized by different ratios of OS-starch and xanthan gum

2.4 OS-淀粉和CMC 不同复配比对乳状液稳定性的影响

图4 和表3 分别为OS-淀粉和CMC 不同复配比例下的乳状液外观照片及乳相体积数据。由图可知，单独使用CMC 时未形成乳状液；OS-淀粉与CMC 复配比单独使用OS-淀粉时乳化效果好，这可能是因为带负电的CMC 与带负电的OS-淀粉之间产生了静电相斥，从而减少了油滴之间的聚集[23]；OSA 淀粉与CMC 的复配比例为4∶1 时乳状液更稳定，与表3 记录的乳状液乳相体积结果一致。

表3 OS-淀粉与CMC 不同复配比对乳状液乳相体积的影响Table 3 Effects of different ratios of OS-starch and CMC on cream volume

图4 OS-淀粉与CMC 不同复配比稳定的乳状液的稳定性影响（室温下储存30 d）Fig.4 Effect of different ratios of OS-starch and xanthan gum on the stability of emulsions（30 d storage at room temperature）

由表4 可知，随着淀粉比例的增加，乳状液液滴粒径也呈现先减小后增大的趋势，且淀粉与CMC 比例为4∶1 时粒径最小，为76.29 μm。

表4 OS-淀粉与CMC 不同复配比稳定的乳状液粒径分布Table 4 Droplet size distribution of the emulsions stabilized by different ratios of OS-starch and CMC

2.5 OS-淀粉和阴离子乳化剂稳定的乳状液微观结构分析

为了研究阴离子乳化剂对OS-淀粉在油/水界面分布的影响，采用激光共聚焦显微镜观察乳状液微观结构，淀粉颗粒呈红色，油滴呈绿色。由图5a 可知，淀粉颗粒紧密包裹在油滴表面，抑制了油滴之间的聚集，这与本课题组前期报道一致[23]。随着黄原胶、CMC 的加入，淀粉的用量下降，包裹在油滴周围的淀粉数目明显减少，但乳状液的稳定性增加（图3），说明OS-淀粉与黄原胶、CMC 具有较好的协同稳定作用。且随着复配比例的增加，乳液粒径呈现先减小后增加的趋势（表2、表4）。

图5 OS-淀粉与阴离子乳化剂复配稳定的乳状液CLSM 微观结构图Fig.5 CLSM images of the emulsions stabilized by different ratios of OS-starch and anionic emulsifiers

3 结论

本研究采用疏水化淀粉和5 种阴离子乳化剂协同稳定Pickering 乳状液，调节OS-淀粉与阴离子乳化剂的复配比例，结合乳相体积，液滴粒径分布和微观结构等指标来分析乳状液的物理稳定性。通过粒径分析，可以发现1% OS-淀粉稳定的乳状液液滴Dav为100.74 μm；OS-淀粉与黄原胶不同复配比下乳状液液滴粒径为84～97 μm，OS-淀粉与CMC 不同复配比下乳状液液滴粒径为74～88 μm，且都随着OS-淀粉与黄原胶、CMC 复配比例增大呈先减小后增大的趋势。通过观察乳状液的微观结构图，可以看出OS-淀粉颗粒和黄原胶、CMC 复配使用时产生了协同稳定作用。最终结果表明，OS-淀粉与黄原胶、CMC 复配使用能提高乳状液的物理稳定性，且OS-淀粉与黄原胶、CMC 复配比例分别为3∶1 和4∶1 时，可形成较为稳定的Pickering 乳状液。