蛋白性半胱氨酸蛋白酶抑制因子(CPIs)及在鱼类中的研究进展

李树红，蒋然然，马璐阳

四川农业大学食品学院，雅安 625014

半胱氨酸蛋白酶抑制因子(Cysteine proteinase inhibitors，CPIs)，是一类专门抑制活性中心含有半胱氨酸(CySH)残基的蛋白酶水解作用的抑制因子［1］。最近十几年内，在蛋白性CPIs 领域的研究取得了显著的进展。虽然上世纪60年代以来发现的Cystatins 仍然是目前鉴定的最彻底的一个超家族，但是近些年来个别新的大家族或一些较小的家族也陆续得到鉴定。事实是，CPIs 广泛分布在动植物体内，且只要有蛋白酶参与的反应中，都会有蛋白性的调节因子出现。因此，CPIs 在蛋白的分解代谢、生物防御、感染与免疫、癌细胞的侵袭与转移、细胞凋亡等各生理或病理过程中都发挥着重要作用。然而，目前对鱼类CPIs 的鉴定工作尚不完善，其潜在的活性、功能也有待进一步深入研究。因此，本文在介绍了动植物源CPIs 的类群组成，结构特征、抑制机制及其活性、功能的基础上，进一步系统地综述了鱼类来源的各种CPIs 的纯化、鉴定、潜在的活性及功能，并展望了其应用前景。

1 CPIs 的分类

1.1 CPIs 第一类群

根据结构特征的不同，已将蛋白性CPIs 拓展为若干个群。第一群是严格意义上的CPIs 超家族(即Cystatins 超家族)。该群主要分为三个亚家族:

(1)Stefins(家族Ⅰ)，约10 kDa，是Cystatins 超家族的原型，无二硫键及糖基化侧链，该抑制剂包括人Stefin A、B，PLCPI(猪白细胞CPI)以及鼠Stefins α 与β 五种形式［2］。

(2)Cystatins(家族Ⅱ)，约12～14 kDa，在原型基础上，其C-端衍生出具有两个特征性二硫键的肽段，N 端有一胞外定位的信号肽，且通常不具糖基化侧链，该抑制剂有鸡蛋白cystatin 及Cystatins C、D、E/M、F、G(CRES)、S、SN 和SA 几种形式［2］。

(3)Kininogens(家族Ⅲ)，约50～120 kDa，其重链由三个重复的类Cystatin(家族Ⅱ)结构域组成，其中后两个域表现出抑制活性，而轻链(包括域5及域6)决定了其分子量的大小，重链和轻链之间由血管舒缓激肽(域4)相连接。除重链内存在8 个二硫键外，重链和轻链间还有1 个链间二硫键。Kininogens 在生物体内通常以糖基化的形式存在。目前已知HMW，LMW 和鼠类T-Kininogen 三种类型［3］。

此外，植物源的Cystatins(Phytocystatins)与动物来源的Stefins 和Cystatins(家族Ⅱ)的不同之处仅在于其具有特有的LARFADEHN 共识序列［4］。因此，Phytocystatins 也被划分为Cystatins 超家族中一个独特的亚家族。

1.2 CPIs 第二类群

第二群，与第一群的Cystatins 超家族结构相似，但无抑制活性，如胎球蛋白(Fetuins)、富含组氨酸的糖蛋白以及其他Cystatin 相关蛋白及恒定链等［5］。有研究表明，除日本响尾蛇(Japanese Habu snake，Trimeresurus flavoviridis)Fetuin 含有13 个半胱氨酸残基外［6］，其他所有的Fetuins 都包含12 个半胱氨酸残基。并且已经从人类、小鼠、兔子、牛以及猪血浆中纯化出富含组氨酸的糖蛋白［7］。

1.3 CPIs 第三类群

第三群为与Cystatins 超家族不具结构同源性的CPIs，主要包括以下七类:

1.3.1 Thyropins 家族

Thyropins 家族，即甲状腺球蛋白I 型域(Thyr-1 domain)抑制剂家族［8］，是第三群CPIs 中最大的一类。甲状腺球蛋白I 型域是富含半胱氨酸的结构单元，以单一或重复序列在多种功能上并不相关的蛋白中存在。主要包括甲状腺激素类前体、甲状腺球蛋白、基膜蛋白、巢蛋白(内功素)、睾丸蛋白多糖、睾丸蛋白聚糖、胰岛素样生长因子结合蛋白(IGFBPs)，胰腺癌的标志蛋白(GA733)，MHC II-结合的p41 恒定链片段［9］、海葵(Sea anemone，Actinia equina)抑 制 剂Equistatin［10］、鲑(Chum salmon，Oncorhynchus keta)卵半胱氨酸蛋白酶抑制剂［11］(ECI)和北美牛蛙(North American bullfrog，Rana catesbiana)血浆中的神经毒素saxiphilin［12］等。其中，经鉴定主要是最后4 种抑制剂对木瓜蛋白酶家族C1 具有可逆抑制活性。甲状腺球蛋白及巢蛋白(内功素)不具抑制活性，而其他蛋白的抑制活性不清楚或尚未测试。

1.3.2 类/前体肽家族

类木瓜蛋白酶通常以失活酶原的形式翻译表达。其N 端前体肽的有效抑制导致酶原活性缺失。只有在靶位点，前体肽发生限制性蛋白水解，酶才表现出自身的活性。前体肽是一种竞争性慢结合抑制剂，与广谱的Cystatins 不同，它对与其同源的酶具有高度的选择性［2］。除了作为抑制剂外，前体肽还能帮助同源酶正确的折叠和定位，并稳定同源酶。

1.3.3 IAP 家族

细胞凋亡抑制剂IAPs，是一类家族蛋白，其明显特征是包含了一个或多个含有70 氨基酸残基以上的锌结合BIR 域，且每个BIR 包括3 个保守的半胱氨酸残基和1 个保守的组氨酸残基［13］。IAPs 被初步鉴定为细胞凋亡抑制因子，能够直接抑制诱导细胞凋亡的关键性半胱氨酸蛋白酶caspases 的活性。

与其他抑制剂蛋白不同，BIR 域并非是一个独立的抑制单位。对于不同的caspases，IAPs 的抑制机制也不尽相同。因此，IAPs 的分类，是根据与BIR domain 的结构相似性及其在凋亡路径中的一般性功能，而并非根据其抑制机制。

首次对IAPs 的报道，是发现杆状病毒中存在细胞凋亡抑制因子p35 蛋白［14］。目前已知从酵母菌到哺乳动物的生物体中均存在IAPs。已经鉴定得到8 个人类IAPs［15］:X 染色体连锁的IAP(XIAP/ILP-1/MIHA)，c-IAP1 (HIAP-2/MI-HB)，c-IAP2(HIAP-1/MIHC)，神经元凋亡抑制蛋白(NAIP)，生存素(Survivin/TIAP)，Livin(ML-IAP/KIAP)，ILP-2(Ts-IAP)和apollon(Bruce)。其中，前五种IPAs 的过量表达可抑制细胞凋亡。

1.3.4 Calpastatin 家族

Calpastatin 是钙激活中性半胱氨酸蛋白酶calpains 的一类特异的内源性抑制剂，并不抑制其他半胱氨酸蛋白酶，且Calpains 的活性也只受Calpastatin调节。然而，有学者研究表明Calpastatin 的磷酸化可以影响其对某些calpains 的抑制活性［16］。此外，Calpastatin 与其他已知蛋白无序列相似性［5］。且calpastains 的激活可能与某种细胞凋亡路径有关，合成的calpain 抑制剂及注射或过量表达calpastain时，能够使得一些细胞免于凋亡［17，18］。Calpastatin水平的持续降低则可以加快凋亡细胞的死亡速度［18］。

1.3.5 Chagasins 家族

Chagasin (Q966X9)最早是在克氏锥虫(Trypanozoma cruzi)中发现的一种CPI，对来自锥形虫的半胱氨酸蛋白酶cruzipain 和木瓜蛋白酶，均具有抑制活性。但是Chagasin 具有类免疫球蛋白的全β 折叠结构，因此与Cystatins 超家族及其他已知群都没有同源性［19］。此后，Chagasin 的同系物在布氏锥虫(Trypanosoma brucei)、利什曼虫属(Leishmania sp)、疟原虫属(Plasmodium sp)以及细菌(Pseudomonas aeruginosa)的基因组中得到鉴定［20，21］，进而形成了Chagasins 家族。

1.3.6 Mycocypins 家族

Clitocypin(P82314)是一种从水粉杯伞(Clitocybe nebularis)子实体中提取的新型CPI，其氨基酸序列除与从白黄侧耳(Pleurotus Cornucopiae)中分离的一种类凝集素蛋白相似外，与任何已知的CPIs 或其他蛋白都没有明显的相似性［22］。因此，提出一个新的CPI 家族称为Mycocypins。该蛋白质以非共价形成的二聚体形式和酶以1∶1 比率结合，从而抑制C1 家族蛋白酶:木瓜蛋白酶、组织蛋白酶L 和B 以及菠萝蛋白酶。此后，从担子菌高大环柄菇(Parasol mushroom，Macrolepiota procera)中分离出另一种Mycocypins 家族的抑制因子Macrocypins［23］。

1.3.7 Staphostatins 家族

对葡萄球菌属微生物半胱氨酸蛋白酶staphospain 具有专一抑制活性的Staphostatins，构成了一个新的抑制因子家族。已经鉴定得到该家族的三个成员，分别是来自金黄色酿脓葡萄球菌(Staphylococcus aureus)的Staphostatin A 和B，表皮葡萄球菌(Staphylococcus epidermidis)的Staphostatin A，三者都具有非常严格的专一性［24］。

2 CPIs 的结构及抑制机制

1988年Bode W 等［25］利用X 射线衍射法对鸡蛋白Cystatin(家族II)和stefin B 进行三维结构分析，表明两类分子二级结构相似，主要由5 个α-螺旋和5 股反平行的β-折叠片以及1 个附加不完全的α-螺旋所构成，其中β-折叠片包覆、缠绕在α-螺旋的周遭［25］。β1 位于N 端，β2-5 位于C 端。在β 片层的末端，暴露出第1 个β 发卡环(保守序列Q-XV-X-G)，其两侧分别为N 末端区域(含有一个保守的G)和第二个β 发卡环(保守序列P-W)。这3 个存在活性保守序列的结构域形成1 个三边楔形结构，占据了木瓜蛋白酶的与底物结合的位点，从而起到了抑制木瓜蛋白酶的作用。

3 CPIs 的生理活性、功能

3.1 CPIs 与肿瘤的关系

CPIs 能抑制细胞内外的半胱氨酸蛋白酶，在肿瘤的生长、血管新生、浸润和转移中起重要调节作用，可作为肿瘤诊断和预后估计的标志物。Strojan P 等［26］研究头颈癌发现，高浓度Stefin A 可防止手术后肿瘤复发。此外，Jin L 等［27］研究表明Cystatin E/M(CST6)可以抑制乳癌细胞增生，克隆形成，迁移以及侵入。Kininogen 的域5 及其组成肽具有抑制内皮细胞迁移、增生及血管形成和肿瘤生长的作用［28］。当克隆的人结肠癌细胞SW480-ADH 中缺乏内源Cystatin D 时，外源Cystatin D 的表达既可以抑制体外癌细胞增殖也可以抑制异种移植肿瘤细胞的体内生长。而且，CystatinD 可通过对抗Wnt/β-catenin 信号途径，抑制c-MYC 及上皮间质转换诱导因子SNAI1，SNAI2，ZEB1，ZEB2 的表达，抑制癌细胞的分化增殖。相反地，Cystatin D 诱导了E-cadherin等其他粘附蛋白的表达从而增强细胞的粘附性。还能够抑制癌细胞的迁移和生长，因此Cystatin D 被认为是一个抑制癌症的候选基因［29］。

3.2 CPIs 与细胞凋亡的关系

此外，CPIs 与细胞凋亡有关。在不同的细胞环境下，Cystatin C 会参与多种信号路径，从而调节(诱导或抑制)细胞的凋亡，Cystatin C 通过JNK(c-Jun氨基末端激酶抑制剂)-依赖路径可诱导神经元细胞的凋亡［30］。同时，Kininogen 的域5 可以诱导人皮肤微血管内皮细胞(HDMECs)凋亡并干扰细胞周期［31］，这种抑制也是与培养基质成分有关，而且依赖于细胞内活性氧组分的产生，同时伴随了谷胱甘肽和内皮细胞脂质过氧化物的清除。此外，氧化性应激促进了培养神经元中Cystatin C 的表达，而Cystatin C 可能对氧化性应激引起的细胞凋亡起到重要的调节作用［32］。而IAPs 则可在人类各种癌细胞中异常大量表达，使得癌细胞逃避凋亡［33］。

3.3 CPIs 与免疫调节的关系

CPIs 与免疫调节，关系密切。Staun-Ram E等［34］研究表明，组织蛋白酶可能在免疫细胞迁移中起作用，因为Cystatin C 可以降低单细胞和T 细胞的迁移能力。同时，组织蛋白酶S 和B 的特异性抑制剂并不影响单细胞迁移，但可以显著的抑制T 细胞迁移。

有研究表明Cystatin C 在抗原呈递过程中对恒定链Ii 的降解和MHC(主要组织相容性抗原系统major histocompatibility system)的转运起了不可忽视的调控作用［35］。此外，Cystatins 超家族的3 个家族代表性成员(人Stefin B、鸡Cystatin、鼠T-kininogen)均能上调IFN-γ 活化的MPMs(巨噬细胞)合成NO，而对未活化的MPMs 不起作用［36］。并且，CPIs 还能够通过调节TNF-α、IL-10［37］、IL-6、IFN-γ［38］等免疫相关细胞因子的水平，进而调节T 细胞和巨噬细胞的功能，参与免疫调节［37-39］。

3.4 CPIs 与骨改建调节的关系

CPIs 参与骨改建的调节，具有抑制骨吸收、促进骨形成的活性，这对预防骨质疏松具有意义。然而CPIs 对骨生长的调节机制，尚不完全清楚。研究证实分泌型的Cystatin(家族II)［40，41］和胞内型的人Stefin B(家族I)［42］均可通过抑制骨陷窝中组织蛋白酶Cathepsin K、L 等对骨基质胶原蛋白的降解，起到保护骨有机成分免于过度溶解的作用。同时，近年来发现人Cystatin C 和鸡蛋白Cystatin 还能够抑制破骨细胞的分化和生成，防止骨的过度吸收，但对成熟的破骨细胞无作用［43］。

牛HMW-Kininogen(家族III)经胃蛋白酶消化后释放的片段1.2(即Domain5)对培养16 h［44］或24 h［45］的OB 有促增殖活性，且片段1.2 经模拟胃液消化后得到的13 KDa 片段(Fr13)和8 KDa 片段(Fr8)，活性仍然存在，能够促进成骨细胞和软骨细胞的增殖，并减少成骨细胞的凋亡，利于骨形成［45］。也有学者推测人的Cystatin C 通过BMP2-Runx2-OCN 信号级联，促进ALP 活性和钙结节形成，增强骨质矿化［46］。

3.5 CPIs 的抑菌活性

目前，相关研究表明，某些陆生动物及植物来源的Cystatin(家族II)表现了抗菌活性。人类唾液Cystatin C［47］能够抑制A 链球菌群(group Astreptococci)的生长，人［48］及小鼠［49］来源的Cystatin S 能够抑制牙龈卟啉单胞菌(Porphyromonas gingivalis)的生长;从鸡蛋白中提取的Cystatin 在低浓度即可对大肠杆菌(Escherichia coli)和铜绿假单胞菌(Pseudomonas aeruginosa)产生明显抑制效果［50］;长春花中纯化的phytocystatin 能够抑制大肠杆菌(Escherichia coli)和金黄色酿脓葡萄球菌(Staphylococcus aureus)［51］。Nordahl EA［52］等报道了哺乳动物高分子Kininogen 结构域5 的富含组氨酸的小肽(由20 个氨基酸残基组成)，能够有效杀死了革兰氏阴性肠杆菌、假单胞菌以及革兰氏阳性的肠球菌。此外Domain 5 中的肽段HKH20(His479-His498)还具有抗真菌活性，能抑制假丝酵母菌属(Candida)和马拉色氏霉菌属(Malassezia)［53］。

Cystatin 主要作为一种分泌型抑制剂，其抑菌的机制，一方面可能其通过抑制细菌本身分泌的胞外半胱氨酸蛋白酶而发挥抑菌作用［50］。另一方面Cystatins N 端与半胱氨酸蛋白酶相互作用的保守序列，会与细菌微生物膜上的负电荷相结合［54］，甚至穿透细菌细胞膜，进入细菌内部，抑制胞内半胱氨酸蛋白酶［55］，从而起到抗菌作用。Kininogen 的Domain 5 中的肽段HKH20 则能够与真菌细胞膜结合［53］。

4 鱼类CPIs 的纯化鉴定

迄今为止，关于鱼类半CPIs 的研究报道较少，许多鉴定工作尚未开展。仅从少数几类鱼中纯化了CPIs，而在其分类和作用机制方面的研究尚不深入。

4.1 Stefins

从玻璃鱼(Glassfish，Liparis tanakai)卵中纯化的18 kDa 的CPI，因不具有活性必需的二硫键，因此被推测为Stefin 类(家族I)［56］。

4.2 Cystatins

继在大麻哈鱼(Chum salmon，Oncorhynchus keta)的多个组织(肝脏、卵巢、睾丸、心脏、红色肌、白色肌、血清、肾、胃、鳃、皮、肠、盲肠管等)中发现CPIs 抑制活性［57］后，又从其脑下垂体中纯化并鉴定出了分子量14 kDa 的Cystatin(家族II)，由111 个氨基酸序列组成，在C 端66～75 和89～109 位存在两个二硫键。其抑制活性位点与鸡卵白蛋白Cystatin 一致即Gly(4)，Gln-X-Val-X-Gly(48-52)，Ile(Val)-Pro-Trp(96～98)［58］。

从欧洲金鲫(Golden crucianCarassius auratus)卵中纯化出了在还原条件下分子量为11.9 和14.4 kDa，而在非还原条件下分子量为13.5 和12.7kDa的cst-I 和cst-II。cst-I 片段与普通鲫鱼Cystatin 氨基酸序列间有88.9%的同源性，而与其他水生动物Cystatins 的N 端序列有44.4%～55.6%的同源性，因此推测其属于家族II［59］。

台湾学者对普通鲤鱼(Carp，Cyprinus carpio)卵CPI(具有家族II 的部分特征)进行的纯化、活性及结构鉴定及克隆表达，其与鸡蛋白Cystatin(家族II)、鲟鱼、鲑鱼以及人的Cystatin C 的同源性较低［60，61］。且容易形成二聚体，可能与其蛋白序列中亲水性Met 62 的位置有关［62］。

此外，从鲢鱼(Silver carp，Hypophthalmichthys molitrix)卵中分离纯化的小分子CPIs 组分(10.5 kDa、16.5 kDa 和12 kDa、7kD 和10kd)均可显著的抑制半胱氨酸组织蛋白酶引起的肌球蛋白的降解［63，64］。

4.3 Kininogens

Kim Y 及Li DK 等2006 及2008年［65，66］陆续报道了从大麻哈鱼(Chum salmon，Oncorhynchus Keta)的卵及血浆中纯化出了72.6 kDa 和70 kDa 的高分子CPIs，并推测为Kininogen(家族III)。其中，卵中纯化的72.6 kDa 的CPI，是由2 条分子量分别为54和18.6 kDa 的多肽链组成的异源二聚体，对木瓜蛋白酶的抑制活性低于70 kDa 抑制剂蛋白。

芬兰学者从大西洋鲑鱼(Atlantic salmon，Salmo salarL.)［67］、花狼鳚(Spotted wolfish，Anarhichas minor)及大西洋鳕鱼(Atlantic cod，Gadus morhua)［68］皮肤中纯化的52 kDa、51.0 kDa 和45.8 kDa 的CPI，因其序列中含有鱼的bradykinin 结构域，因此将其归为Kininogens(家族III)。上述三种Kininogens(家族III)都具有脊椎动物中常见的唾液酸化的二天线或三天线型的N-糖苷多糖和双唾液酸化一型核的O-糖苷多糖。此外，不同的糖基化作用也导致CPIs 产生了不同的等电点［68］。

此外，宋川从鲢鱼(Silver carp，Hypophthalmichthys molitrix)卵中纯化出了89 kDa 大分子CPI-I，为糖蛋白，且可抑制鲢鱼组织蛋白酶L，并具有显著的热稳性［69］。

4.4 Thyropins

在大麻哈鱼(Chum salmon，Oncorhynchus keta)卵中又纯化了一种Thyropin 类的9 kDa CPI，其类thyroglobulin 的结构域功能尚不清楚，抑制作用机制也有待研究［70］。

4.5 类前体肽类

Olonen A［71］等证明在大西洋鲑鱼(Atlantic salmon，Salmo salarL)以及红点鲑(Arctic charr，Salvelinus alpinus)中存在的salarin gene 编码了一种类似前体肽的CPI，并从大西洋鲑(Atlantic salmon，Salmo salarL)鱼皮中分离得到了分子量43 kDa，pI 5.1 的一种新型的类似前体肽的CP，即salarin，其可以抑制木瓜蛋白酶和无花果蛋白酶，但不抑制胰蛋白酶［67］。

4.6 Calpastatin

除了从虹鳟鱼(Rainbow trout，Oncorhynchus mykiss)［72］中克隆表达出两种Calpastatins 外，还有学者［73］从大西洋鲑(Atlantic salmon，Salmo salarL.)鱼肉中纯化出两种Calpastatins，而在哺乳动物只发现了一种Calpastatin，这些都暗示了鱼肉Calpastatin 与哺乳动物不同。与哺乳动物Calpastatins相比，鱼类Calpastatins 具有更少的重复抑制区域［72］Calpastatins 表达与抑制活性与鱼肉片品质之间存在潜在关联［74］。

4.7 其他新类别

日本学者依次从日本鳗鱼(Anguilla japonica)皮肤粘液中纯化的Eel-CPI-1［75］以及Eel-CPI-2、Eel-CPI-3［76］，仅能抑制木瓜蛋白酶对蛋白大分子底物的水解。该类CPI 可能与木瓜蛋白酶以非共价键方式结合，其氨基酸组成和分子量及N 端封闭的结构特征都分别与日本鳗鱼皮肤粘液中的凝集素AJL2以及AJL1 很相似，因此，推测可能是一类新蛋白酶抑制剂，但尚需要进一步证实。

总之，有关鱼类CPIs 的分子结构、种类组成、生理活性等有待进一步研究。

5 鱼类CPIs 的活性及功能

鱼类由于其进化地位和生活环境的特殊性，其CPIs 可能在结构和功能方面，与哺乳动物有所差异，甚至存在某种特殊的活性或作用机制。然而目前对鱼类CPIs 功能了解甚微，相关报道也寥寥无几。

5.1 CPIs 在发育保护方面的作用

鲈鱼孵化后7 d 的卵中Cathepsin L 活性越高，孵化率越低［77］。Li F 等［78］研究表明在虹 鳟鱼(Rainbow trout，Oncorhynchus mykiss)胚胎组织中Cystatin C(家族II)的mRNA 表达丰富，可能对发育中的胚胎有保护作用。另外，近年来有学者研究证明鲤鱼卵Cystatin 能够通过凝集精子防止鲤鱼卵多精受精，并且其抑制能力受盐浓度和pH 的影响很大［79］。

5.2 CPIs 在免疫调节方面的作用

Li S 等［80］研究发现克隆表达的大黄鱼(Large yellow，CroakerLarimichthys crocea)Cystatin(家族II)类似物，注射后能够刺激大黄鱼脾和肾中免疫相关基因TNF-α 和IL-10 mRNA 水平的上调。另外，其研究还表明，在三联灭活细菌疫苗或poly(I:C)作为刺激物进行诱导后，Lycstefin 基因在大黄鱼肾和脾中的转录产物有不同程度的上调，在血液中则有不同程度的下调，同时还表明Lycstefin 参与细菌或病毒引起的免疫应答，对细菌引起的免疫反应在较晚时间作出应答［81］。此外，大菱鲆(Turbot，Scophthalmus maximus)的Stefin B(家族I)参与了抗细菌感染的免疫机制，其基因SmCytB 在头肾巨噬细胞中瞬间过量表达，提高了巨噬细胞的抗菌活性［82］。

鱼皮肤本身就是鱼对病原体的一个防御屏障，而鱼皮肤及其粘液中存在多种类型CPIs［75，76］，尤其具有保护型多糖结构的Kininogen［83］，都可能说明它们通过某种尚不明确的途径起到防御媒介的作用，参与鱼类先天免疫。

5.3 CPIs 在抑制肿瘤中的作用

虹鳟 鱼(Rainbow trout，Oncorhynchus mykiss)Cystatin C 的mRNA 在其黄曲霉毒素诱导的肝肿瘤细胞中表达量明显高于与正常肝细胞，说明Cystatin C 可能与鱼类的肿瘤发生之间具有某种潜在调节关系。作者所在团队前期从鲢鱼(Silver carp，Hypophthalmichthys molitrix)卵中分离的CPIs 在体外抑制了子宫内膜癌(Ishikawa)细胞的增殖，使其迁移及粘附能力显著下降［84］。

5.4 CPIs 在调节骨生长方面的作用

目前，除本实验室对鲢鱼Cystatin 在成骨细胞增殖分化方面进行了探索研究外，尚未见鱼源CPIs的相关报道。作者所在团队前期研究发现，鲢鱼Cystatin 能够促进小鼠MC3T3-E1 成骨细胞的增殖和分化，促进骨形成［85］。

5.5 CPIs 在抑菌方面的作用

目前，除本实验室对鲢鱼Cystatin 的抑菌活性进行了相关研究外，尚未见鱼源CPIs 抑菌活性的研究报道。作者所在团队前期研究发现，鲢鱼Cystatin对铜绿假单胞菌［86］及冷藏鱼肉片中的优势腐败菌荧光假单胞菌［87］，具有显著的抑制效果，推测其可能在水产原料及其冷藏制品贮藏过程中，发挥良好的防腐保鲜作用。

6 展望

蛋白性CPIs 在动植物界广泛存在，且种类较多。目前对陆生动物研究较透彻。而鱼类CPIs 研究较少，但其很可能存在某些不同与陆生动物的特殊的活性或作用机制。然而近年来对于鱼类CPIs的探索性应用研究，仅局限于抑制鱼糜凝胶或鱼肉质软化，如大马哈鱼卵cystatin 可以有效抑制狭鳕鱼糜的凝胶软化。添加纯化的鲢鱼卵小分子CPIs 均可显著的提高鲢鱼鱼糜的凝胶强度，尚未将其作为一种生物活性成分进行系统的研究、开发利用。同时，已知蛋白性CPIs 具有癌症抑制、免疫调节、促进骨生长以及刺激细胞凋亡等多种生理活性功能及显著的抑菌活性。因此，对鱼类CPIs 进行分离纯化鉴定，并进一步探究其各种活性及功能具有重要的意义。同时，利用其抑菌、抑制肿瘤等功能作用，应用于食品、医药等领域，必定具有广阔的前景。

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