烟熏诱导慢性阻塞性肺疾病小鼠模型的建立及验证

张兰英，张婧，欧阳瑶

(遵义医学院附属医院，贵州遵义563000)

烟熏诱导慢性阻塞性肺疾病小鼠模型的建立及验证

张兰英，张婧，欧阳瑶

(遵义医学院附属医院，贵州遵义563000)

目的 建立一种烟熏诱导的慢性阻塞性肺疾病(COPD)小鼠模型，并对其进行验证。方法 将32只C57BL/6小鼠随机分为正常组、烟熏2周组、烟熏4周组、恢复组，各8只。正常组不予烟熏，烟熏2、4周组及恢复组置于熏烟箱中，被动吸烟6支/次，每次1 h；两次间隔30 min呼吸新鲜空气，4次/d，5 d/周。烟熏2周组第10天停止吸烟，烟熏4周组第26天停止吸烟，恢复组烟熏4周后再正常饲养2周。观察各组一般情况及体质量变化，测定支气管肺泡灌洗液(BALF)中蛋白含量；取肺组织制备切片，HE染色观察病理形态变化及肺泡直径。结果 建模开始后正常组体质量呈上升趋势，烟熏2、4周组及恢复组出现精神萎靡、食欲降低，体质量较同时间点正常组降低(P均<0.01)；恢复组停止烟熏后体质量缓慢上升，但仍低于正常组(P均<0.05)。BALF蛋白含量：烟熏2、4周组及恢复组均明显高于正常组(P均<0.01)；烟熏4周组及恢复组明显高于烟熏2周组，恢复组明显低于烟熏4周组(P均<0.01)。肺组织病理形态学显示，正常组肺组织有少量淋巴细胞，肺泡结构完整；烟熏2周组有少量中性粒细胞、大量单核细胞及淋巴细胞浸润，肺泡扩大，部分肺泡间隔断裂并融合；烟熏4周组肺组织伴有少量中性粒细胞浸润，单核细胞及淋巴细胞浸润较烟熏2周组明显增多；支气管上皮细胞变性、坏死脱落，部分肺泡间隔变窄、断裂并融合成肺大疱。肺泡直径：烟熏2、4周组及恢复组均大于正常组，烟熏4周组及恢复组均大于烟熏2周组(P均<0.01)，烟熏4周组与恢复组比较差异无统计学意义(P>0.05)。结论 单纯烟熏4周法成功制备COPD小鼠模型；该模型符合人类COPD的病理和功能改变，是进行COPD动物实验的理想建模方法。

慢性阻塞性肺疾病；烟熏法；动物模型；小鼠

慢性阻塞性肺疾病(COPD)是一种以气流受限呈进行性发展且不完全可逆为特征的慢性肺疾病，与肺组织对有害颗粒和气体的异常炎症反应有关[1]。COPD是一个高发病率、高病死率的慢性疾病，其发病率仍然在不断上升。目前COPD的发病机制仍未明确，临床上尚无有效的预防和治疗方法[2]。理想的COPD动物模型对于其基础和临床研究至关重要。COPD的建模方法较多，但目前尚无公认的最理想方法。2015年4～6月，本研究采用烟熏法制备COPD小鼠模型并进行了验证，旨在为COPD的基础和临床研究提供新的动物模型。

1 材料及方法

1.1 材料 动物：SPF级C57BL/6小鼠32只，6～8周龄，雌雄各半，体质量(23±4)g，购自重庆第三军医大学大坪医院实验动物中心[许可证号：SCXK(渝)2012-0005] 。试剂：黄果树牌香烟(贵州中国工业有限责任公司)，焦油量11 mg、烟气烟碱量1.0 mg、烟气一氧化碳量13 mg；考马斯亮兰(南京建成生物工程研究所)。仪器与设备：熏烟箱(自制有机玻璃箱，90 cm×40 cm×30 cm，盖子左中右各有3个直径为1.5 cm的通气孔)，电子天平(上海花潮电器有限公司)，离心机(LD5-2A，北京京立离心机有限公司)，全自动组织切片机(RM2145，德国Leica公司 )，深低温冰箱(MDF-382E型，日本Sanyo公司)，光学显微镜(日本Olympus公司)。

1.2 COPD模型制备 将32只小鼠随机分为正常组、烟熏2周组、烟熏4周组及恢复组，各8只，四组的饲养环境完全相同。正常组不予烟熏，烟熏2、4周组及恢复组全身置于熏烟箱中，被动吸烟6支/次，1 h/次，4次/d，时间点分别为09:00、10:30、15:00、16:30，5 d/周。熏烟2周组第12天停止吸烟，熏烟4周组第26天停止吸烟，恢复组烟熏4周后再继续正常饲养2周。每次烟熏结束后，将正常组、熏烟2周组、熏烟4周组及恢复组共同置于正常的环境中饲养，温度21～26 ℃，湿度30%～70%，12 h明暗交替，自由摄食、摄水。

1.3 相关指标观察 ①一般情况及体质量：观察各组一般情况，烟熏前及烟熏后每周称量各组体质量，动态观察熏烟对小鼠体质量的影响。②BALF蛋白含量：采用考马斯亮蓝法。最后一次烟熏后24 h，予4%水合氯醛(100 g/mL)腹腔注射麻醉小鼠，将小鼠仰卧位固定于固定板上。切开气管前方皮肤，钝性分离暴露气管，剖开胸腔，结扎右主支气管，在气管处作一倒“V”字形小口。以拔除针芯的24号静脉套管针快速插入气管，予生理盐水灌洗左主支气管和肺泡(0.6 mL/次，连续3次)。共收集BALF约1.5 mL，1 500 r/min离心10 min。取上清液，采用考马斯亮蓝法检测BALF蛋白含量，严格按试剂盒说明操作。③肺组织大体形态：收集BALF后取出肺组织，观察其大体形态。④肺组织病理形态及肺泡直径：将右下肺组织置于10%中性缓冲甲醛固定液中进行固定，石蜡包埋、切片，行HE染色。光学显微镜下观察肺组织病理形态，每张切片随机计数20个肺泡，测量其直径，取平均值。

2 结果

2.1 各组一般情况及体质量比较 正常组直至实验结束均无异常，毛发光泽，眼睛有神，活泼好动，食欲正常，呼吸平稳。烟熏2、4周组逐渐出现体型减小，毛发枯燥，眼睛无神，精神萎靡，活动减少，食欲下降，弓背卷缩，出现倦怠、打喷嚏，呼吸急促。正常组无死亡，烟熏2周组熏烟过程中死亡1只。烟熏前各组体质量比较无统计学差异(P均>0.05)，烟熏开始后正常组体质量呈上升趋势，而烟熏2、4周组及恢复组烟熏后体质量较正常组同时间点降低(P均<0.01)，恢复组正常饲养后体质量缓慢上升，但仍较正常组低(P均<0.05)。见表1。

表1 各组不同时间点体质量比较±s)

注：与正常组同时间点比较，*P<0.05，△P<0.01。

2.2 各组BALF蛋白含量比较 烟熏2、4周组及恢复组BALF蛋白含量分别为(218.41±23.85)、(539.08±184.75)、(436.19±32.96)mg/L，均高于正常组(85.64±27.88)mg/L(P均<0.01)；烟熏4周组及恢复组BALF蛋白含量均高于烟熏2周组，恢复组低于烟熏4周组(P均<0.01)。

2.3 各组肺组织大体形态比较 正常组肺组织大小正常，颜色粉红，有光泽，无肿胀、出血。与正常组相比，烟熏2、4周组肺组织体积增大，肿胀明显，无出血及渗出物，颜色灰白，光泽度差，肺表面有褐色斑点；且烟熏4周组较烟熏2周组更明显。恢复组与烟熏4周组肺组织大体形态比较无明显差异。

2.4 各组肺组织病理形态比较 正常组光镜下肺泡间隔见少量炎性细胞浸润，以淋巴细胞为主，肺泡壁完好，肺泡结构连续。烟熏2周组镜下见毛细血管扩张充血、出血，局部肺泡间隔水肿增宽，伴有少量中性粒细胞及大量单核细胞、淋巴细胞浸润，肺泡扩大，部分肺泡间隔断裂并融合。烟熏4周组镜下见毛细血管扩张充血、出血较多，部分肺泡腔中有红细胞；肺间质水肿，渗出少量水肿液，肺间隔水肿增宽；伴有少量中性粒细胞浸润，单核细胞及淋巴细胞浸润较烟熏2周组明显增多；支气管上皮细胞变性、坏死脱落，部分肺泡间隔变窄、断裂并融合成肺大疱。恢复组镜下肺泡间隔水肿较烟熏4周组明显减轻，但局部仍有水肿，伴有少量单核细胞及淋巴细胞浸润，较烟熏4周组减少，肺泡腔扩大与烟熏4周组无明显差异。见插页Ⅱ图4。

2.5 各组肺泡直径比较 正常组、烟熏2周组、烟熏4周组及恢复组肺泡直径分别为(3.06±1.26)×10-2、(6.45±1.01)×10-2、(8.72±1.76)×10-2、(8.48±1.37)×10-2mm。烟熏2、4周组及恢复组肺泡直径均大于正常组，烟熏4周组及恢复组均大于烟熏2周组(P均<0.01)，烟熏4周组与恢复组比较差异无统计学意义(P>0.05)。

3 讨论

动物模型实验是了解COPD发病机制和探索其治疗方法的重要手段。目前COPD模型主要有脂多糖诱导模型、烟熏模型、吸入NO2模型、呼吸道感染模型、蛋白酶诱导模型、基因工程模型及两个或多个模型联合[3,4]。脂多糖诱导模型需行气管暴露，是对小鼠的再次打击，对实验技术要求较高，且不符合临床诱因；此外，脂多糖诱导的炎症反应可以被糖皮质激素抑制，但临床上较多的COPD患者对糖皮质激素不敏感[5]。烟熏模型最大的优点在于能模拟COPD最主要的发病因素——吸烟，但其缺乏标准的暴露方法及检测方法。吸入NO2制备慢性支气管炎模型，长期气管炎可导致肺气肿，但此法操作复杂，费时耗力[6]；呼吸道感染法符合临床诱因，但是必须确定一个合适的活菌感染量[7]；基因工程模型耗时长，费用高，且不符合临床病因[8]；蛋白酶诱导模型可在较短时间内迅速建模，对肺组织损害持续时间较长，但是其炎症持续时间较短，不符合COPD的病理生理特点[9]。符合临床实际的理想COPD动物模型应具备的条件[10]：①致伤因素与临床COPD常见诱因基本一致；②必须有气流阻塞存在，小气道阻力增高、肺动态顺应性下降；③气道重塑；④可伴有气道高反应性。COPD的病因不明确，目前认为与肺组织对有害颗粒和气体的异常炎症反应有关，是基因与环境相互作用的结果[11]，其中环境因素中最重要的两个因素是吸烟和感染[12]。流行病学资料表明，COPD是一个与吸烟关系密切的炎性疾病[13,14]。烟草中含有焦油、尼古丁及大量粉尘颗粒等几千种化学物质，长期吸烟可导致多种肺部炎症性疾病，如慢性支气管炎、COPD等[15,16]，患有COPD的吸烟患者戒烟后肺部炎症仍持续存在[17]。烟熏法虽有一些缺点，如COPD患者绝大部分是主动吸烟，而烟熏法是被动吸烟，但却是最符合COPD临床诱因及发病机制的建模方法。

本研究采用烟熏法制备COPD小鼠模型，肺组织病理形态观察结果显示烟熏4周组病理学特征符合临床上COPD的病理学改变。恢复组炎症状况较烟熏4周组减轻，但是肺泡无明显减小，证明烟熏后小鼠肺气肿是不可逆病变，亦说明该方法制备的COPD模型是稳定的。中性粒细胞反映急性炎症情况，而单核细胞及淋巴细胞则反映慢性炎症情况。本研究各组肺组织病理形态显示，烟熏2、4周组中性粒细胞少于单核细胞及淋巴细胞，考虑与本次实验动物组织的取材时间有关，在实验中取材时间定于最后一次烟熏后24 h，故反映急性炎症的中性粒细胞较少，而单核细胞及淋巴细胞较多。

慢性炎症刺激COPD患者肺组织中央气道杯状细胞增多及黏液腺增大，导致黏液高分泌，而黏蛋白是黏液中的重要组成部分，故BALF蛋白含量可反映气道炎症情况[18]。本研究结果显示，BALF蛋白含量随着烟熏时间的延长而增加，烟熏2、4周组及恢复组BALF蛋白含量均高于正常组；烟熏4周组及恢复组BALF蛋白含量均较烟熏2周组明显增多；但停止烟熏后恢复组BALF蛋白含量明显低于烟熏4周组，与以往的研究结果相符[18,19]。正常小鼠因气道与外界相通，一些致病原进入气道致使其产生少量黏蛋白，而烟熏则极大地刺激小鼠气道杯状细胞增生和黏液腺增多，分泌大量黏液；当停止吸烟后炎症逐渐减轻，BALF蛋白含量逐渐减少。所以，BALF蛋白含量变化也证实此烟熏法能够导致支气管炎症。

综上所述，本研究成功采用单纯烟熏4周法制备了COPD小鼠模型。该模型烟熏停止2周后各项指标稳定，符合临床COPD的病理生理过程。

[1] D′Souza AO, Shah M, Dhamane AD, et al. Clinical and economic burden of COPD in a medicaid population[J]. COPD, 2014,11(2):212-220.

[2] Maas AK, Mannino DM. Update on the management of chronic obstructive pulmonary disease[J]. F1000 Med Rep, 2010(12)：2.

[3] John G, Kohse K, Orasche J, et al. The composition of cigarette smoke determines inflammatory cell recruitment to the lung in COPD mouse models[J]. Clin Sci (Lond), 2014,126(3):207-221.

[4] Amano H, Murata K, Matsunaga H, et al. p38 Mitogen-activated protein kinase accelerates emphysema in mouse model of chronic obstructive pulmonary disease[J]. J Recept Signal Transduct Res, 2014,34(4):299-306.

[5] Al FA, Sultana SA, Pureza MA, et al. Preferential macrophage recruitment and polarization in LPS-induced animal model for COPD: noninvasive tracking using MRI[J]. PLoS One, 2014,9(3):e90829.

[6] Wegmann M, Renz H, Herz U. Long-term NO2 exposure induces pulmonary inflammation and progressive development of airflow obstruction in C57BL/6 mice: a mouse model for chronic obstructive pulmonary disease[J]. Pathobiology, 2002,70(5):284-286.

[7] Ganesan S, Faris AN, Comstock AT, et al. Elastase/LPS-exposed mice exhibit impaired innate immune responses to bacterial challenge: role of scavenger receptor A[J]. Am J Pathol, 2012,180(1):61-72.

[8] Tsao PN, Su YN, Li H, et al. Overexpression of placenta growth factor contributes to the pathogenesis of pulmonary emphysema[J]. Am J Respir Crit Care Med, 2004,169(4):505-511.

[9] Nakanishi K, Takeda Y, Tetsumoto S, et al. Involvement of endothelial apoptosis underlying chronic obstructive pulmonary disease-like phenotype in adiponectin-null mice: implications for therapy[J]. Am J Respir Crit Care Med, 2011,183(9):1164-1175.

[10] 郑鸿翱,何韶衡.建立慢性阻塞性肺疾病动物模型方法的研究进展[J].中国实验动物学报,2003,11(4):249-252.

[11] Pauwels RA, Buist AS, Calverley PM, et al. Global strategy for the diagnosis, management, and prevention of chronic obstructive pulmonary disease. NHLBI/WHO global initiative for chronic obstructive lung disease (GOLD) workshop summary[J]. Am J Respir Crit Care Med, 2001,163(5):1256-1276.

[12] Rabe KF, Hurd S, Anzueto A, et al. Global strategy for the diagnosis, management, and prevention of chronic obstructive pulmonary disease: GOLD executive summary[J]. Am J Respir Crit Care Med, 2007,176(6):532-555.

[13] Andreas S, Herth FJ, Rittmeyer A, et al. Smoking, chronic obstructive pulmonary disease and lung cancer[J]. Pneumologie, 2007,61(9):590-594.

[14] Stav D, Raz M. Prevalence of chronic obstructive pulmonary disease among smokers aged 45 and up in Israel[J]. Isr Med Assoc J, 2007,9(11):800-802.

[15] Borgerding M, Klus H. Analysis of complex mixtures--cigarette smoke[J]. Exp Toxicol Pathol, 2005(57):43-73.

[16] Curtis JL, Freeman CM, Hogg JC. The immunopathogenesis of chronic obstructive pulmonary disease: insights from recent research[J]. Proc Am Thorac Soc, 2007,4(7):512-521.

[17] Ind PW. COPD disease progression and airway inflammation: uncoupled by smoking cessation[J]. Eur Respir J, 2005,26(5):764-766.

[18] 张科东,马冉,李征途,等.一种熏烟小鼠慢性阻塞性肺疾病模型的建立及鉴定[J].国际呼吸杂志,2012,32(21):1607-1611.

[19] 覃冬云,吴铁,廖芸芸,等.构建熏烟致慢性支气管炎小鼠模型[J].中国组织工程研究与临床康复,2008,12(24):4697-4700.

国家自然科学基金资助项目(81460008)。

欧阳瑶(E-mail: ouyangyao116@sohu.com)

10.3969/j.issn.1002-266X.2016.32.011

R714.253

A

1002-266X(2016)32-0035-04

2015-09-04)